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不同叶色矢竹叶绿体结构和光系统特性差异

本站小编 Free考研考试/2022-01-01

陈柯伊, 李朝娜, 成敏敏, 赵扬辉, 周明兵, 杨海芸*,
浙江农林大学, 浙江省竹资源与高效利用协同创新中心, 省部共建亚热带森林培育国家重点实验室, 临安 311300
Chen Keyi, Li Zhaona, Cheng Minmin, Zhao Yanghui, Zhou Mingbing, Yang Haiyun*,
State Key Laboratory of Subtropical Silviculture Zhejiang Provincial Collaborative, Innovation Center for Bamboo Resources and High-Efficiency Utilization, Zhejiang A & F University, Lin’an 311300, China
引用本文
陈柯伊, 李朝娜, 成敏敏, 赵扬辉, 周明兵, 杨海芸. 不同叶色矢竹叶绿体结构和光系统特性差异. 植物学报, 2018, 53(4): 509-518

贡献者
* 通讯作者。E-mail: yhy2006@zafu.edu.cn
基金资助
国家自然科学基金(No.31170565)、浙江省自然科学基金(No.LY12C16002)和浙江省分析测试科技计划(No.2016C37081);
接受日期:2017-06-10接受日期:2017-10-7网络出版日期:2018-07-1
-->Copyright
2018《植物学报》编辑部

Contributors
* Author for correspondence. E-mail: yhy2006@zafu.edu.cn

History
Received:Accepted:Online:





摘要:以矢竹(Pseudosasa japonica)、花叶矢竹(P. japonica f. akebonosuji)和曙筋矢竹(P. japonica f. akebono)为研究对象, 借助叶绿体超微结构和荧光动力学曲线的变化揭示不同叶色矢竹的光系统活性及光合特性差异。结果表明: 3个竹种的光合色素含量差异明显, 除花叶矢竹条纹叶白色部分叶绿体内无完整类囊体片层结构外, 花叶矢竹绿条纹和曙筋矢竹的基粒数明显少于矢竹, 叶绿体发育成熟度不一致; OJIP曲线及参数表明, 花叶矢竹条纹绿叶和曙筋矢竹光系统II (PSII)反应中心开放降低程度低于矢竹, 捕获能量用于电子传递的份额变小, PSII活性变弱; 而曙筋矢竹叶片P700至初级电子受体(QA)的电子传递链氧化还原平衡偏向于还原侧, 推测其光系统I (PSI)反应中心P700至PSII QA电子传递链受损。因此, PSII活性变化导致叶绿体发育不成熟, 可能是引起矢竹类叶色差异的直接原因。
关键词: 叶色变异 ; 花叶矢竹 ; 光合色素 ; 叶绿体超微结构 ; 叶绿素荧光

Abstract: We explored the different photosynthetic characteristics of three Pseudosasa cultivars: P. japonica, P. japonica f. akebonosuji, and P. japonica f. akebono. The differences in photosystem activity and photosynthetic characteristics of different leaf colors were revealed by the changes of chloroplast ultrastructure and fluorescence kinetics curves. The results showed that the photosynthetic pigment content of the three species was significantly different. Except for the intact thylakoid layer structure in the white part of the chloroplast, the green streak and the radix were significantly less than the radix. The chloroplast developmental maturity is inconsistent; the OJIP curve and parameters indicate that the open reduction of the flowering green leaf and the saplings of the PSII reaction center is lower than that of the yam, the capture energy that is used for the electron transfer share to be smaller, and the PSII activity is weaker; The redox balance of the electron transport chain of bamboo leaves P700 to QA is biased towards the reducing side, and it is presumed that the P700 reaction center P700 to PSII primary electron acceptor QA electron transport chain is damaged. Therefore, the chloroplast development caused by changes in PSII activity in the photosystem is immature, which may be the direct cause of the difference in leaf color of the species.

Key words:leaf coloration ; Pseudosasa japonica f. akebonosuji ; photosynthetic pigments ; chloroplast ultrastructure ; chlorophyll fluorescence


自然界中叶色变异材料丰富, 而叶色变异通常是由于叶绿素含量改变、叶绿体发育异常及光合元件异常导致(何冰等, 2006)。植物叶色变异则其光合作用过程必然发生变化。目前, 人们对于植物的光保护和光抑制机制的转变已进行了大量研究, 前者以能量淬灭研究为主, 后者则以PSII光抑制研究为主(Murchie and Lawson, 2013; 孙鲁龙等, 2017)。然而, 由于研究手段的限制, 植物叶色发生变化时, 其胁迫位点是在PSII还是在PSI始终未知。同时, 对于光合作用的PSII-PSI-暗反应的动态变化研究得更少。光合作用各过程产生的影响都可通过叶绿素荧光诱导动力学变化反映出来(Deell et al., 2003; 耿东梅等, 2014)。调制式荧光仪增加远红光处理, 再通过分析荧光动力学曲线, 可以推测整个光合作用光暗反应的动态变化(钟传飞, 2008)。

矢竹(Pseudosasa japonica)引自日本, 是禾本科(Gramineae)竹亚科矢竹亚属(Subgen. Pseudos- asa)地下茎复轴混生型竹种, 属珍稀观赏竹。花叶矢竹(P. japonica f. akebonosuji)是矢竹的一个变型, 其叶片呈现绿色、白色以及绿白相间条纹等颜色, 部分白叶可暂时恢复成淡绿色。曙筋矢竹(P. japonica f. akebono)叶片淡绿色, 具有放射状暗条纹。3个竹种不仅叶色丰富、秆型挺拔、枝叶细长柔软、观赏价值高, 可用于园林小品、景观绿篱和家庭园艺盆景等, 而且还是研究叶色变异的理想材料, 具有广阔的应用前景。

本研究以不同叶色类型矢竹、花叶矢竹和曙筋矢竹为研究对象, 通过观测叶绿体超微结构, 测定光合色素、叶绿素荧光诱导曲线和荧光参数等, 分析不同叶色矢竹类光合机构和光系统特性差异, 以期揭示3种类型矢竹叶片的光合生理特征, 探讨叶色变异与光合作用中心及电子传递组分的关联程度, 为进一步揭示叶色变异机理提供参考。

1 材料与方法1.1 实验材料实验于2016年6月下旬在浙江省临安市浙江农林大学翠竹园进行, 选择竹高、叶位和长势一致的矢竹(Pseu- dosasa japonica (Siebold & Zuccarini ex Steudel Makino ex Nakai))、花叶矢竹(P. japonica f. akebonosuji)和曙筋矢竹(P. japonica f. akebono)当年生新竹, 抽枝展叶成熟后, 选取花叶矢竹条纹叶片, 包括白色部分(albino sector in leaf with strips, SA)和绿色部分(green sector in leaf with strips, SG), 曙筋矢竹淡绿色叶片(virescent leaf, VL)和矢竹深绿色叶片(green leaf, GL)为实验材料。

1.2 实验方法1.2.1 光合色素含量测定
选择矢竹、花叶矢竹和曙筋矢竹成熟功能叶片测定光合色素浓度。具体操作步骤参照Lichtenthaler (1987)的方法, 用紫外-可见分光光度计(UV-255)对350-1 000 nm波长范围内的吸光值进行全光谱扫描, 其中叶绿素及类胡萝卜素含量参照Arnon法(张宪政, 1986)修正公式进行计算。
1.2.2 超微结构观察
参照赵云等(2003)的方法观察叶肉细胞的叶绿体超微结构。选取实验需要的叶片, 在叶中部距主脉1 cm处, 取叶片切成1 mm×2 mm的块状, 放入4% (pH6.8)的戊二醛溶液中, 在4°C条件下固定1周。样品经磷酸缓冲液漂洗4次后, 转入1% (pH7.2)的锇酸中, 在4°C条件下固定4小时, 再用磷酸缓冲液冲洗3 次, 经乙醇逐级脱水后, 转入Epon812环氧树脂内浸透包埋, 60°C下聚合24小时。用Leica EM UC 6型超薄切片机切片(切片厚度为60 nm), 经醋酸双氧铀和柠檬酸铅双重染色后, 在日产JEM-1230型透射电镜下, 选取典型视野拍照, 并统计栅栏组织单位细胞内叶绿体数, 观测5个视野, 结果取平均值。
1.2.3 快速叶绿素荧光测定
快速叶绿素荧光测定按照Tsimilli-Michael和Strasser (2008)的方法进行, 利用连续激发式荧光仪1161测定快速叶绿素荧光动力学曲线。测定前叶片需暗适应15分钟, 用以二极管(465 nm, 谱线半宽20 nm)为光源发出的强度为3 000 μmol·m-2·s-1的饱和脉冲光照射叶片并检测激发的叶绿素荧光。
1.2.4 调制荧光的测定
为研究不同远红光强度及时间对荧光动力学稳态变化的作用, 利用PAM-2500装配MINI-head测量探头, 分别测定3种叶片的荧光诱导曲线(测定之前需暗适应15分钟)。其中, 测量光ML始终打开, 用于激发荧光; 在测定完F0Fm后, 打开光化光AL, 再分别采用不同远红光组合为3-1 (3为远红光的强度int3, 1为远红光作用的时间(s), 以下同)、3-2、3-4、5-5、10-10, 进行荧光动力学测定。计算光化学淬灭系数(qPqL)、非光化学淬灭系数(qNNPQ)、PSII最大量子产额(ФPSII)和表观光合电子传递速率(ETR)等荧光参数。各参数重复测定6次, 结果取平均值。
1.2.5 数据分析
实验数据用Excel 2003和Origin 8.0处理, 利用SPSS软件进行方差分析。

2 结果与讨论2.1 矢竹类3个叶色叶片表型及光合色素水平差异由图1可知, 3种类型的矢竹叶片颜色存在差异。原种矢竹深绿色, 曙筋矢竹叶片淡绿色, 且颜色浅于花叶矢竹条纹叶的绿色部分, 花叶矢竹叶片具有不规则白绿相间条纹。由表1可知, 3个竹种不同颜色叶片叶绿素a (Chla)、叶绿素b (Chlb)及总叶绿素含量(Chla+b)均存在显著差异。矢竹叶片不同光合色素水平均最高, 其中Chla+b达35.86。曙筋矢竹Chla+b为矢竹的63.55%, 未能达到原种矢竹的绿色程度, 但叶绿素a/b值(Chla/b)与矢竹无显著差异; 其类胡萝卜素(Car)含量是矢竹的83.37%, 而Car含量的增加对曙筋矢竹光合能量耗散有利。花叶矢竹白色部分虽然含有叶绿素及类胡萝卜素, 但含量极少, 仅为绿色部分的1%左右, 其Chla/b仅为曙筋矢竹和花叶矢竹绿色部分的1/3左右。因此, 花叶矢竹白色部分叶绿素含量极少, 基本不存在光合作用, 在进行光合测定分析时仅用绿色部分作为实验材料。
表1
Table 1
表1
表1 不同种类矢竹叶片光合色素含量及比值(平均值±标准误) Table 1 Photosynthetic pigments content and relative ratio of different cultivars of Pseudosasa japonica leaves (means±SE)
Photosynthetic pigmentsGLSASGVL
Chla (mg·g-1 FW)27.19±1.17 a0.34±0.17 c25.39±2.41 a17.09±0.52 b
Chlb (mg·g-1 FW)8.66±0.33 a0.16±0.07 c8.27±0.69 a5.70±0.17 b
Car (mg·g-1 FW)4.89±0.28 a0.32±0.08 c5.52±0.55 a4.07±0.13 b
Chla/b3.14±0.02 a1.99±0.09 b3.07±0.03 a3.00±0.00 a
Chla+b (mg·g-1 FW)35.86±1.51 a0.51±0.25 c33.66±3.11 a22.79±0.70 b
SA: 花叶矢竹条纹叶片白色部分; SG: 花叶矢竹条纹叶片绿色部分; VL: 曙筋矢竹淡绿色叶片; GL: 矢竹深绿色叶片。不同小写字母表示差异显著(P<0.05), 横向多重比较。
SA: Albino sector in leaf with strips of P. japonica f. akebonosuji; SG: Green sector in leaf with strips of P. japonica f. akebonosuji; VL: Virescent leaf of P. japonica f. akebono; GL: Green leaf of P. japonica. Different lowercase letters indicate significant differences at P<0.05 level, lateral multiple comparison.


表1
不同种类矢竹叶片光合色素含量及比值(平均值±标准误)
Table 1
Photosynthetic pigments content and relative ratio of different cultivars of Pseudosasa japonica leaves (means±SE)


图1https://www.chinbullbotany.com/article/2018/1674-3466/1674-3466-53-4-509/img_1.png<b>图1</b> 矢竹类3个叶色叶片表型<br/>SG+SA: 花叶矢竹条纹叶片绿色部分及白色部分; VL: 曙筋矢竹淡绿色叶片; GL: 矢竹深绿色叶片<br/><b>Figure 1</b> Three kinds of <i>Pseudosasa japonica</i> leaves<br/>SA+SG: Albino and green sector in leaf of <i>P. japonica </i>f. <i>akebonosuji </i>with strips; VL: Virescent leaf of <i>P. japonica </i>f. <i>akebono</i>. GL: Green leaf of <i>P. japonica</i>
Figure 1https://www.chinbullbotany.com/article/2018/1674-3466/1674-3466-53-4-509/img_1.png<b>图1</b> 矢竹类3个叶色叶片表型<br/>SG+SA: 花叶矢竹条纹叶片绿色部分及白色部分; VL: 曙筋矢竹淡绿色叶片; GL: 矢竹深绿色叶片<br/><b>Figure 1</b> Three kinds of <i>Pseudosasa japonica</i> leaves<br/>SA+SG: Albino and green sector in leaf of <i>P. japonica </i>f. <i>akebonosuji </i>with strips; VL: Virescent leaf of <i>P. japonica </i>f. <i>akebono</i>. GL: Green leaf of <i>P. japonica</i>


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图1
矢竹类3个叶色叶片表型
SG+SA: 花叶矢竹条纹叶片绿色部分及白色部分; VL: 曙筋矢竹淡绿色叶片; GL: 矢竹深绿色叶片
Figure 1
Three kinds of Pseudosasa japonica leaves
SA+SG: Albino and green sector in leaf of P. japonica f. akebonosuji with strips; VL: Virescent leaf of P. japonica f. akebono. GL: Green leaf of P. japonica



2.2 叶片叶绿体超微结构特征3种矢竹叶片叶绿体超微结构观察结果(图2A-D)表明, 不同矢竹之间叶肉细胞叶绿体结构存在较大差异。其中, 花叶矢竹白色部分的平均叶绿体数为1.43个, 叶绿体近圆形, 叶绿体外被膜良好, 内膜解体、呈囊泡状结构, 无完整类囊体片层结构, 有若干嗜锇小体分散(图2A)。花叶矢竹绿色部分平均叶绿体数为2.76个, 叶绿体椭圆形, 膜结构较完整, 基粒均匀排列, 基质片层沿着叶绿体长轴方向排列, 但无淀粉粒(图2B)。曙筋矢竹叶绿体结构较完整, 叶绿体紧贴细胞壁分布在细胞中。曙筋矢竹的叶绿体片层清晰、垛叠紧密, 平均叶绿体数为2.18个, 有较多淀粉粒(图2C)。矢竹的叶绿体类囊体片层充满整个叶绿体, 基粒片层清晰, 有较多且较大的淀粉粒。叶绿体的平均叶绿体数为4.37个, 比花叶矢竹绿色部分多36%, 且垛叠更紧密(图2D)。
图2https://www.chinbullbotany.com/article/2018/1674-3466/1674-3466-53-4-509/img_2.png<b>图2</b> 3个竹种叶片叶绿体结构<br/>(A) 花叶矢竹白区叶肉细胞; (B) 花叶矢竹绿区叶肉细胞; (C) 曙筋矢竹叶肉细胞; (D) 矢竹叶肉细胞。G: 基粒; Os: 嗜锇小体; S: 淀粉粒; Th: 类囊体膜<br/><b>Figure 2</b> Plate chloroplast ultrastructure of three cultivars of <i>Pseudosasa japonica</i> leaves<br/>(A) Mesophyll cells in white zones of zebra leaf of <i>P. japonica </i>f. <i>akebonosuji</i>; (B) Mesophyll cells in green zones of <i>P. japonica </i>f. <i>akebonosuji</i>; (C) Mesophyll cells in the leaf of <i>P. japonica </i>f. <i>akebono</i>; (D) Mesophyll cells in the leaf of <i>P. japonica. </i>G: Granum; Os: Osmiophile globule; S: Starch grain; Th: Thylakoid membranes
Figure 2https://www.chinbullbotany.com/article/2018/1674-3466/1674-3466-53-4-509/img_2.png<b>图2</b> 3个竹种叶片叶绿体结构<br/>(A) 花叶矢竹白区叶肉细胞; (B) 花叶矢竹绿区叶肉细胞; (C) 曙筋矢竹叶肉细胞; (D) 矢竹叶肉细胞。G: 基粒; Os: 嗜锇小体; S: 淀粉粒; Th: 类囊体膜<br/><b>Figure 2</b> Plate chloroplast ultrastructure of three cultivars of <i>Pseudosasa japonica</i> leaves<br/>(A) Mesophyll cells in white zones of zebra leaf of <i>P. japonica </i>f. <i>akebonosuji</i>; (B) Mesophyll cells in green zones of <i>P. japonica </i>f. <i>akebonosuji</i>; (C) Mesophyll cells in the leaf of <i>P. japonica </i>f. <i>akebono</i>; (D) Mesophyll cells in the leaf of <i>P. japonica. </i>G: Granum; Os: Osmiophile globule; S: Starch grain; Th: Thylakoid membranes


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图2
3个竹种叶片叶绿体结构
(A) 花叶矢竹白区叶肉细胞; (B) 花叶矢竹绿区叶肉细胞; (C) 曙筋矢竹叶肉细胞; (D) 矢竹叶肉细胞。G: 基粒; Os: 嗜锇小体; S: 淀粉粒; Th: 类囊体膜
Figure 2
Plate chloroplast ultrastructure of three cultivars of Pseudosasa japonica leaves
(A) Mesophyll cells in white zones of zebra leaf of P. japonica f. akebonosuji; (B) Mesophyll cells in green zones of P. japonica f. akebonosuji; (C) Mesophyll cells in the leaf of P. japonica f. akebono; (D) Mesophyll cells in the leaf of P. japonica. G: Granum; Os: Osmiophile globule; S: Starch grain; Th: Thylakoid membranes



2.3 快速荧光分析2.3.1 叶绿素荧光诱导曲线及拐点的变化
非调制连续激发式荧光仪通过极短时间内照光后荧光信号的瞬时变化, 反映出暗反应活化前PSII的光化学变化(李鹏民, 2006)。从暗适应后的照光瞬间得到初始荧光F0开始到最大荧光Fp。不同种类矢竹叶片快速荧光诱导动力学曲线(图3)包含O、J、I和P等相(Strasser et al., 2004)。由图3可知, 将OJIP曲线双重归一化后各阶段都存在, 说明光合电子链仍然能够有效运转。VL和SG的OJIP曲线各相差异不大, 与GL相比, 其O-I阶段近乎相同, O-I相越高说明PSII还原侧电子从初级电子受体QA向次级电子受体QB的传递越强, 表明GL从QA向QB电子传递的能力高。P点的荧光大小趋势为GL>VL>SG, 表明曙筋矢竹和花叶矢竹的PSII活性均弱于矢竹。
图3https://www.chinbullbotany.com/article/2018/1674-3466/1674-3466-53-4-509/img_3.png<b>图3</b> 不同种类矢竹叶片相对可变荧光强度(<i>V</i>t)随时间的变化<br/>SG、VL和GL同<xref ref-type="table" rid="T1-1674-3466-53-4-509">表1</xref>。<br/><b>Figure 3</b> Relative variable fluorescence (<i>V</i>t) with the time change of different cultivars of <i>Pseudosasa japonica</i> leaves<br/>SG, VL and GL see <xref ref-type="table" rid="T1-1674-3466-53-4-509">Table 1</xref>.
Figure 3https://www.chinbullbotany.com/article/2018/1674-3466/1674-3466-53-4-509/img_3.png<b>图3</b> 不同种类矢竹叶片相对可变荧光强度(<i>V</i>t)随时间的变化<br/>SG、VL和GL同<xref ref-type="table" rid="T1-1674-3466-53-4-509">表1</xref>。<br/><b>Figure 3</b> Relative variable fluorescence (<i>V</i>t) with the time change of different cultivars of <i>Pseudosasa japonica</i> leaves<br/>SG, VL and GL see <xref ref-type="table" rid="T1-1674-3466-53-4-509">Table 1</xref>.


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图3
不同种类矢竹叶片相对可变荧光强度(Vt)随时间的变化
SG、VL和GL同表1。
Figure 3
Relative variable fluorescence (Vt) with the time change of different cultivars of Pseudosasa japonica leaves
SG, VL and GL see Table 1.


2.3.2 比活性参数的变化
叶绿素荧光曲线还可以反映光合机构的比活性, 即单位面积内活跃的反应中心的各种量子效率。图4A和B分别为单位反应中心及单位截面上吸收的光能和用于还原QA的能量, 即用于热耗散的能量。单位反应中心及单位截面积吸收的光能大小为SG>GL>VL, 其中SG用于电子传递的能量最高。Rc/Cso代表t=0时单位面积内反应中心的数量, 它反映植物光合机构的状态(Heerden et al., 2010)。不同类型叶片中, SG和VL中单位面积的光合机构含有反应中心数目Rc/Cso低于GL。以上结果表明, 矢竹反应中心数量最大, 花叶中反应中心数量最少; 而曙筋矢竹反应中心数量有所增加, 但并没有完全恢复到矢竹的水平。
图4https://www.chinbullbotany.com/article/2018/1674-3466/1674-3466-53-4-509/img_4.png<b>图4</b> 不同种类矢竹叶片比活性参数<br/>VL、GL和SG同<xref ref-type="table" rid="T1-1674-3466-53-4-509">表1</xref>。ABS/RC: 单位反应中心吸收的光能; TRo/ RC: PSII的最大捕获量; ETo/RC: 单位反应中心用于电子传递的能量; DIo/RC: 单位反应中心的热耗散; ABS/CSo: 单位面积吸收的光能; TRo/CSo: 单位面积捕获的光能; ETo/CSo: 单位面积的电子传递量子产额; DIo/CSo: 单位面积的热耗散; RC/CSo: 单位面积反应中心的数量<br/><b>Figure 4</b> Activity parameters for unit reaction center of different cultivars of <i>Pseudosasa japonica</i> leaves<br/>VL, GL and SG see <xref ref-type="table" rid="T1-1674-3466-53-4-509">Table 1</xref>. ABS/RC: The amount of light absorbed by the unit reaction center; TRo/RC: The large amount of PSII; ETo/RC: The energy of the unit reaction center for electron transfer; DIo/RC: The heat dissipation of the unit reaction center; ABS/CSo: Absorption flux per unit area; TRo/CSo: Trapped energy flux per unit area; ETo/CSo: Electron transport flux per unit area; DIo/CSo: Dissipated energy flux perunit area; RC/CSo: Number of active reaction centers per unit area
Figure 4https://www.chinbullbotany.com/article/2018/1674-3466/1674-3466-53-4-509/img_4.png<b>图4</b> 不同种类矢竹叶片比活性参数<br/>VL、GL和SG同<xref ref-type="table" rid="T1-1674-3466-53-4-509">表1</xref>。ABS/RC: 单位反应中心吸收的光能; TRo/ RC: PSII的最大捕获量; ETo/RC: 单位反应中心用于电子传递的能量; DIo/RC: 单位反应中心的热耗散; ABS/CSo: 单位面积吸收的光能; TRo/CSo: 单位面积捕获的光能; ETo/CSo: 单位面积的电子传递量子产额; DIo/CSo: 单位面积的热耗散; RC/CSo: 单位面积反应中心的数量<br/><b>Figure 4</b> Activity parameters for unit reaction center of different cultivars of <i>Pseudosasa japonica</i> leaves<br/>VL, GL and SG see <xref ref-type="table" rid="T1-1674-3466-53-4-509">Table 1</xref>. ABS/RC: The amount of light absorbed by the unit reaction center; TRo/RC: The large amount of PSII; ETo/RC: The energy of the unit reaction center for electron transfer; DIo/RC: The heat dissipation of the unit reaction center; ABS/CSo: Absorption flux per unit area; TRo/CSo: Trapped energy flux per unit area; ETo/CSo: Electron transport flux per unit area; DIo/CSo: Dissipated energy flux perunit area; RC/CSo: Number of active reaction centers per unit area


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图4
不同种类矢竹叶片比活性参数
VL、GL和SG同表1。ABS/RC: 单位反应中心吸收的光能; TRo/ RC: PSII的最大捕获量; ETo/RC: 单位反应中心用于电子传递的能量; DIo/RC: 单位反应中心的热耗散; ABS/CSo: 单位面积吸收的光能; TRo/CSo: 单位面积捕获的光能; ETo/CSo: 单位面积的电子传递量子产额; DIo/CSo: 单位面积的热耗散; RC/CSo: 单位面积反应中心的数量
Figure 4
Activity parameters for unit reaction center of different cultivars of Pseudosasa japonica leaves
VL, GL and SG see Table 1. ABS/RC: The amount of light absorbed by the unit reaction center; TRo/RC: The large amount of PSII; ETo/RC: The energy of the unit reaction center for electron transfer; DIo/RC: The heat dissipation of the unit reaction center; ABS/CSo: Absorption flux per unit area; TRo/CSo: Trapped energy flux per unit area; ETo/CSo: Electron transport flux per unit area; DIo/CSo: Dissipated energy flux perunit area; RC/CSo: Number of active reaction centers per unit area



2.4 调制荧光结合远红光PAM2500与是否加远红光的区别仅在于F0′的有无, 而当用光化光(AL)将叶绿素荧光诱导到光稳态时, PSII-PSI-碳同化达到一个高速运转的动态平衡状态; 再用远红光(FR)激发PSI, 通过2个光系统PSI和 PSII间的线性传递, 迅速消耗掉在PQ累积的电子, 使PSII原初电子受体QA快速还原, PSII反应中心在光适应条件下完全关闭, 同时铁氧还蛋白-ADP+还原酶活性和碳同化也暂时停止。当AL再次打开时, 叶绿素荧光从F0′上升到Fs, PSII-PSI-碳同化再次被激活, 并回到Fs的动态平衡状态(钟传飞, 2008)。因此F0′-Fs是一个稳态过程, 并在300秒左右达到稳定, 这主要是由于卡尔文循环的各种酶被激活(Gilmore et al., 1997), 质子梯度逐渐稳定(Schreiber, 2004), 光暗反应逐渐达到动态平衡的结果(张阿宏等, 2008)。
2.4.1 调制荧光参数的差异分析
F0是暗适应状态下PSII反应中心完全开放时的荧光产量, 代表反应中心处于开放状态时的荧光产量, 其大小与捕光天线系统及PSII反应中心状态均有密切关系(许大全, 2001)。花叶矢竹和曙筋矢竹的F0均与矢竹差异显著。Fv/Fm表示PSII的最大光化学量子产量, 代表反应中心的活性(桂仁意等, 2010)。SG的Fv/Fm最小, 为GL的84%, 其最大光化学效率低于矢竹与曙筋矢竹。Fv/F0代表PSII光反应中心的潜在活性(林世青等, 1992)。花叶矢竹PSII光反应中心潜在活性高于曙筋矢竹而低于矢竹, 说明花叶矢竹绿叶部分PSII光反应中心潜在活性没有恢复到矢竹的水平。3个竹种间反映热耗散能力的光化学淬灭系数qP差异不显著, 表明它们用于电子传递的光能差异不显著(表2)。
表2
Table 2
表2
表2 不同种类矢竹叶片荧光参数分析 Table 2 Analysis of fluorescence parameters of different cultivars of Pseudosasa japonica leaves
GLVLSG
F00.40±0.01 b0.44±0.03 a0.39±0.04 ab
Fm1.64±0.13 a1.35±0.16 a1.29±0.17 a
Fv/Fm0.75±0.02 a0.67±0.02 b0.63±0.01 b
Fv/F03.11±0.36 a2.01±0.19 b2.26±0.14 b
Y(II)0.38±0.04 b0.27±0.03 a0.31±0.04 a
NPQ1.27±0.12 b1.71±0.21 a1.47±0.18 ab
qP0.77±0.05 a0.77±0.03 a0.79±0.04 a
ETR23.00±2.94 a16.22±1.64 a19.00±2.83 a
F0: 初始荧光; Fm: 最大荧光产量; Fv/Fm: PSII最大光化学量子产量; Fv/F0: PSII潜在光活性; Y(II): 实际量子产额; NPQ: 非光化学淬灭系数: qP: 光化学淬灭系数; ETR: 表观电子传递效率。GL、VL和SG同表1。采用LSD法进行多重比较, 同一行中不同小写字母表示差异显著(α=0.05)。
F0: Minimal fluorescence; Fm: Maximal fluorescence; Fv/Fm: Maximal quantum yield of PSII; Fv/F0: PSII potential optical activity; Y(II): The actual amount of quantum yield; NPQ: Coefficient of non-photochemical quenching; qP: Coefficient of photochemical quenching; ETR: Apparent electron transfer efficiency. GL, VL and SG see Table 1. Different lowercase letters in the same row indicate significant differences at α=0.05 according to LSD test.


表2
不同种类矢竹叶片荧光参数分析
Table 2
Analysis of fluorescence parameters of different cultivars of Pseudosasa japonica leaves


2.4.2 不同远红光组合对稳态荧光动力学的影响
光稳态时, 在每个周期中光化光转变为远红光后, 仅P700被激发而导致PSI之前的电子传递体直至QA被重氧化(钟传飞, 2008)。由图5可知, 不同远红光(FR)组合对3种矢竹叶片F0′影响差异不显著, 而对稳态荧光曲线的变化影响差异较大。FR打开时, 实时荧光曲线Ft迅速从暗适应后最大荧光Fm下降到光适应下最小荧光F0′, 而且从F0′到稳态荧光Fs过程都经历低-高-低的过程。SG从F0′到Fs过程中, Ft随着远红光组合的增强而先减小后增加。在10-10处理下的荧光上升速度最大, 当远红光组合为3-1、3-2和10-10处理时均在70 ms时(298秒)达到最低值F0′, 荧光开始上升的时间最早的是10-10处理。不同FR处理间VL对稳态荧光影响不大, 随着FR增强, 荧光上升的速度变化幅度较小, 但叶绿素荧光诱导曲线斜率呈上升趋势。
图5https://www.chinbullbotany.com/article/2018/1674-3466/1674-3466-53-4-509/img_5.png<b>图5</b> 3个竹种在不同远红光强度及时间下荧光动力学曲线变化<br/>(A1), (A2) 不同远红光强度及时间下花叶矢竹条纹叶片绿色部分荧光动力学曲线(A1)和稳态荧光(A2); (B1), (B2) 不同远红光强度及时间下曙筋矢竹淡绿色叶片荧光动力学曲线(B1)和稳态荧光(B2); (C1), (C2) 不同远红光强度及时间下矢竹深绿色叶片荧光动力学曲线(C1)和稳态荧光(C2)。SG、VL和GL同<xref ref-type="table" rid="T1-1674-3466-53-4-509">表1</xref>; <i>F</i>t: 实时荧光曲线。<br/><b>Figure 5</b> The change of fluorescence transients under different intensity and time of three cultivars of <i>Pseudosasa japonica</i> leaves under far-red light treatments<br/>(A1), (A2) The change of fluorescence transients (A1) and steady-state fluorescence (A2) of green sector in leaf with strips of <i>P. japonica</i> f. <i>akebonosuji</i> under different intensity and time of far-red light treatments; (B1), (B2) The change of fluorescence transients (B1) and steady-state fluorescence (B2) of the virescent leaves of <i>P. japonica </i>f. <i>akebono</i> under different intensity and time of far-red light treatments; (C1), (C2) The change of fluorescence transients (C1) and steady-state fluorescence (C2) of the green leaves of <i>P. japonica </i>under different intensity and time of far-red light treatments. SG, VL and GL see <xref ref-type="table" rid="T1-1674-3466-53-4-509">Table 1</xref>; <i>F</i>t: Real-time fluorescence curve.
Figure 5https://www.chinbullbotany.com/article/2018/1674-3466/1674-3466-53-4-509/img_5.png<b>图5</b> 3个竹种在不同远红光强度及时间下荧光动力学曲线变化<br/>(A1), (A2) 不同远红光强度及时间下花叶矢竹条纹叶片绿色部分荧光动力学曲线(A1)和稳态荧光(A2); (B1), (B2) 不同远红光强度及时间下曙筋矢竹淡绿色叶片荧光动力学曲线(B1)和稳态荧光(B2); (C1), (C2) 不同远红光强度及时间下矢竹深绿色叶片荧光动力学曲线(C1)和稳态荧光(C2)。SG、VL和GL同<xref ref-type="table" rid="T1-1674-3466-53-4-509">表1</xref>; <i>F</i>t: 实时荧光曲线。<br/><b>Figure 5</b> The change of fluorescence transients under different intensity and time of three cultivars of <i>Pseudosasa japonica</i> leaves under far-red light treatments<br/>(A1), (A2) The change of fluorescence transients (A1) and steady-state fluorescence (A2) of green sector in leaf with strips of <i>P. japonica</i> f. <i>akebonosuji</i> under different intensity and time of far-red light treatments; (B1), (B2) The change of fluorescence transients (B1) and steady-state fluorescence (B2) of the virescent leaves of <i>P. japonica </i>f. <i>akebono</i> under different intensity and time of far-red light treatments; (C1), (C2) The change of fluorescence transients (C1) and steady-state fluorescence (C2) of the green leaves of <i>P. japonica </i>under different intensity and time of far-red light treatments. SG, VL and GL see <xref ref-type="table" rid="T1-1674-3466-53-4-509">Table 1</xref>; <i>F</i>t: Real-time fluorescence curve.


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图5
3个竹种在不同远红光强度及时间下荧光动力学曲线变化
(A1), (A2) 不同远红光强度及时间下花叶矢竹条纹叶片绿色部分荧光动力学曲线(A1)和稳态荧光(A2); (B1), (B2) 不同远红光强度及时间下曙筋矢竹淡绿色叶片荧光动力学曲线(B1)和稳态荧光(B2); (C1), (C2) 不同远红光强度及时间下矢竹深绿色叶片荧光动力学曲线(C1)和稳态荧光(C2)。SG、VL和GL同表1; Ft: 实时荧光曲线。
Figure 5
The change of fluorescence transients under different intensity and time of three cultivars of Pseudosasa japonica leaves under far-red light treatments
(A1), (A2) The change of fluorescence transients (A1) and steady-state fluorescence (A2) of green sector in leaf with strips of P. japonica f. akebonosuji under different intensity and time of far-red light treatments; (B1), (B2) The change of fluorescence transients (B1) and steady-state fluorescence (B2) of the virescent leaves of P. japonica f. akebono under different intensity and time of far-red light treatments; (C1), (C2) The change of fluorescence transients (C1) and steady-state fluorescence (C2) of the green leaves of P. japonica under different intensity and time of far-red light treatments. SG, VL and GL see Table 1; Ft: Real-time fluorescence curve.


GL在FR组合10-10时荧光到达最低点的时间最早, 而对荧光上升速度影响不大。远红光组合10-10处理, 最能反映3个竹种稳态荧光动力学影响。
在10-10远红光处理下将稳态荧光诱导曲线放大之后(图6), 发现Ft很粗糙, 表明电子链不通畅。从图6中还可以看出, SG比VL和GL的动力学曲线更粗糙, F0′到Fs的上升幅度也更小, 表明花叶矢竹PSII到PSI光合电子传递链阻塞更加严重, 还未完全恢复正常。由图6的曲线斜率变化可知, 与VL相比, SG的Fm′到F0′下降速度较快, 降幅也较大, 但是它们的降幅都不如GL; 而从F0′到Fs的变化过程来看, 虽然Ft上升的幅度有所增加, 但是上升速度较慢, 且上升过程中曲线仍较粗糙, 表明光合电子传递链没有完全畅通, 可能远红光占用时间过长, 电子虽然排空, 碳代谢进行少, 可能有更多的电子用于环式电子流中。
图6https://www.chinbullbotany.com/article/2018/1674-3466/1674-3466-53-4-509/img_6.png<b>图6</b> 3个竹种在远红光10-10 (强度-时间)组合下稳态荧光动力学曲线变化<br/>SG、VL和GL同<xref ref-type="table" rid="T1-1674-3466-53-4-509">表1</xref>; <i>F</i>t同<xref ref-type="fig" rid="F5-1674-3466-53-4-509">图5</xref>。<br/><b>Figure 6</b> The change of steady-state fluorescence of 10-10 (intensity-time) of three cultivars of <i>Pseudosasa japonica</i> leaves under far-red light treatments<br/>SG, VL and GL see <xref ref-type="table" rid="T1-1674-3466-53-4-509">Table 1</xref>; <i>F</i>t see <xref ref-type="fig" rid="F5-1674-3466-53-4-509">Figure 5</xref>.
Figure 6https://www.chinbullbotany.com/article/2018/1674-3466/1674-3466-53-4-509/img_6.png<b>图6</b> 3个竹种在远红光10-10 (强度-时间)组合下稳态荧光动力学曲线变化<br/>SG、VL和GL同<xref ref-type="table" rid="T1-1674-3466-53-4-509">表1</xref>; <i>F</i>t同<xref ref-type="fig" rid="F5-1674-3466-53-4-509">图5</xref>。<br/><b>Figure 6</b> The change of steady-state fluorescence of 10-10 (intensity-time) of three cultivars of <i>Pseudosasa japonica</i> leaves under far-red light treatments<br/>SG, VL and GL see <xref ref-type="table" rid="T1-1674-3466-53-4-509">Table 1</xref>; <i>F</i>t see <xref ref-type="fig" rid="F5-1674-3466-53-4-509">Figure 5</xref>.


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图6
3个竹种在远红光10-10 (强度-时间)组合下稳态荧光动力学曲线变化
SG、VL和GL同表1; Ft同图5。
Figure 6
The change of steady-state fluorescence of 10-10 (intensity-time) of three cultivars of Pseudosasa japonica leaves under far-red light treatments
SG, VL and GL see Table 1; Ft see Figure 5.


2.4.3 不同远红光强度对叶片荧光参数F0′的影响
图7可知, 不同远红光对3种叶片的F0′影响不同。不同远红光组合使花叶矢竹的F0′在0.35上下浮动, 随着远红光加强F0′先增强后降低, 但各个处理之间差异不显著; 矢竹和曙筋矢竹的F0′随着远红光的加强而减小。矢竹的F0′差异不显著, 但曙筋矢竹前期3.03× 10-4 μmol处理下的F0′与远红光54.17×10-4 μmol处理下差异显著, 而远红光54.17×10-4 μmol处理下的F0′与远红光214.31×10-4 μmol处理下的F0′差异不显著, 即曙筋矢竹的F0′随远红光增强到一定程度差异不显著。矢竹在不同远红光处理下的电子传递变化与花叶矢竹的电子传递变化一致。曙筋矢竹的F0′随着远红光增强而持续减小, 表明PSI的P700至PSII的QA的电子链被氧化的程度持续增加。
图7https://www.chinbullbotany.com/article/2018/1674-3466/1674-3466-53-4-509/img_7.png<b>图7</b> 不同远红光强度对3个竹种<i>F</i><sub>0</sub>′ (光下最小荧光)的影响<br/>SG、VL和GL同<xref ref-type="table" rid="T1-1674-3466-53-4-509">表1</xref>; <i>F</i>t同<xref ref-type="fig" rid="F5-1674-3466-53-4-509">图5</xref>; FR: 远红光强度。<br/><b>Figure 7</b> The change of <i>F</i><sub>0</sub>′ (minimum fluorescence under the light) of three cultivars of <i>Pseudosasa japonica </i>leaves under different intensity of far-red light treatments<br/>SG, VL and GL see <xref ref-type="table" rid="T1-1674-3466-53-4-509">Table 1</xref>; <i>F</i>t see <xref ref-type="fig" rid="F5-1674-3466-53-4-509">Figure 5</xref>; FR: The intensity of far red light.
Figure 7https://www.chinbullbotany.com/article/2018/1674-3466/1674-3466-53-4-509/img_7.png<b>图7</b> 不同远红光强度对3个竹种<i>F</i><sub>0</sub>′ (光下最小荧光)的影响<br/>SG、VL和GL同<xref ref-type="table" rid="T1-1674-3466-53-4-509">表1</xref>; <i>F</i>t同<xref ref-type="fig" rid="F5-1674-3466-53-4-509">图5</xref>; FR: 远红光强度。<br/><b>Figure 7</b> The change of <i>F</i><sub>0</sub>′ (minimum fluorescence under the light) of three cultivars of <i>Pseudosasa japonica </i>leaves under different intensity of far-red light treatments<br/>SG, VL and GL see <xref ref-type="table" rid="T1-1674-3466-53-4-509">Table 1</xref>; <i>F</i>t see <xref ref-type="fig" rid="F5-1674-3466-53-4-509">Figure 5</xref>; FR: The intensity of far red light.


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图7
不同远红光强度对3个竹种F0′ (光下最小荧光)的影响
SG、VL和GL同表1; Ft同图5; FR: 远红光强度。
Figure 7
The change of F0′ (minimum fluorescence under the light) of three cultivars of Pseudosasa japonica leaves under different intensity of far-red light treatments
SG, VL and GL see Table 1; Ft see Figure 5; FR: The intensity of far red light.



2.5 讨论2.5.1 矢竹类不同叶色变异现象与色素水平差异及叶绿体发育不成熟有关
光合作用是植物生长和产量形成的基础, 叶绿体结构与光合作用密切相关。此外, 叶绿体又是光合作用的主要部位, 是色素合成和降解的场所, 而色素含量会直接导致叶色变异(唐茜和施嘉璠, 1997)。已有研究表明, 叶绿素含量与光合作用之间一般呈正相关。例如, 水稻(Oryza sativa)突变体浅绿色叶绿体内部存在空泡状结构, 叶片叶绿素含量较低(Wu et al., 2015); 返白系小麦(Triticum aestivum)叶绿体的超微结构观察结果显示, 其类囊体发育处于停滞状态, 且随着叶龄的增大, 仅体积在一定程度上增加, 未发育出明显的片层结构(杨莉等, 2003)。矢竹不同叶色变异类型的叶片色素与叶绿体结构差异较大, 其中, 色素差异趋势为GL>SG>VL>SA, 这与不同叶片间叶绿体内平均基粒变化趋势一致。基粒由叶绿体内膜凸起形成小囊泡, 与光合色素结合后, 形成许多类囊体, 垛叠而成, 是色素的载体, 因此叶绿体结构内基粒数量会影响色素存在(Waters and Langdale, 2009)。例如, 拟南芥(Arabidopsis thaliana)突变体thf1出现杂色表型是由于叶绿体中类囊体基粒没有垛叠(Wang et al., 2004)。因此, 叶绿体发育不成熟可能导致光合色素不能正常累积, 是导致叶色差异的直接原因。
2.5.2 不同叶色矢竹类叶片光系统活性差异与叶绿体发育成熟度差异有关
光系统中PSII和PSI是叶绿体内类囊体的重要蛋白复合体。大量研究证明, PSII主要分布在垛叠的基粒类囊体上, 而PSI主要分布在叶绿体非垛叠的间质类囊体膜上(郑彩霞和高荣孚, 1999)。PSII的功能变化可以通过快速和调制叶绿素荧光测定进行分析, 而PSI的功能变化可以利用植物对远红光的吸收进行测定。利用上述2个过程, 可以分析PSI和PSII的活性和相互作用关系(Papageorgiou et al., 2007)。花叶矢竹和曙筋矢竹F0Fv/FmETR等参数变化, 以及OJIP曲线和比活参数的变化, 都表明花叶矢竹和曙筋矢竹的天线系统与PSII反应中心的光化学活性均低于矢竹水平, 这与2种变异叶片发育不成熟叶绿体内基粒数明显少于矢竹的特性一致。
PSII的活性变化会影响PSII与PSI间的电子传递速率(欧明明和蔡伟民, 2005)。PSI的叶绿素荧光往往是固定不变的, 但PSI的氧化还原状态改变也能够反馈引起PSII的氧化还原状态变化, 从而导致PSII叶绿素荧光发生改变(李鹏民, 2006)。正常情况下, PSI受体侧的电子出路以线性电子传递为主, 非线性电子传递为辅。本研究中, 调制荧光仪结合远红光的叶绿素荧光诱导曲线(FI)显示, 花叶矢竹的PSII到PSI光合电子传递链阻塞严重, 而FI斜率上升, 这与其F0′下降(即P700至QA的电子链被氧化的程度升高)出现矛盾, 表明电子传递链氧化还原平衡更偏向于还原侧, 更多的电子可能用于环式电子流中(Zhu et al., 2005), 从而对叶片起到光保护作用。因此, 花叶矢竹和曙筋矢竹PSII活性变弱, 导致PSII与PSI之间电子传递受阻。
综上所述, 在本研究中, 不同叶色矢竹类叶片间叶绿体内基粒数量的差异致使叶绿体发育成熟度不一致, 导致光合色素累积水平产生差异, 进而出现叶色变异现象; 而不同叶片的叶绿体内PSII反应中心活性变化使PSI反应中心P700至PSII初级电子受体QA电子传递链受损, 最终导致叶绿体内基粒垛叠障碍或垛叠数量减少, 这可能是叶绿体发育不成熟的根本原因。但是, 仅通过生理水平的研究还不能揭示叶色差异的关键因素, 后续还需要在分子水平上对光系统和电子传递复合物进行分析。

The authors have declared that no competing interests exist.

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土壤水分胁迫对红砂幼苗叶绿素荧光和抗氧化酶活性的影响
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... 自然界中叶色变异材料丰富, 而叶色变异通常是由于叶绿素含量改变、叶绿体发育异常及光合元件异常导致(何冰等, 2006).植物叶色变异则其光合作用过程必然发生变化.目前, 人们对于植物的光保护和光抑制机制的转变已进行了大量研究, 前者以能量淬灭研究为主, 后者则以PSII光抑制研究为主(Murchie and Lawson, 2013; 孙鲁龙等, 2017).然而, 由于研究手段的限制, 植物叶色发生变化时, 其胁迫位点是在PSII还是在PSI始终未知.同时, 对于光合作用的PSII-PSI-暗反应的动态变化研究得更少.光合作用各过程产生的影响都可通过叶绿素荧光诱导动力学变化反映出来(Deell et al., 2003; 耿东梅等, 2014).调制式荧光仪增加远红光处理, 再通过分析荧光动力学曲线, 可以推测整个光合作用光暗反应的动态变化(钟传飞, 2008). ...

不同剂量137Cs-γ辐射对毛竹幼苗叶片叶绿素荧光参数的影响
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... F0是暗适应状态下PSII反应中心完全开放时的荧光产量, 代表反应中心处于开放状态时的荧光产量, 其大小与捕光天线系统及PSII反应中心状态均有密切关系(许大全, 2001).花叶矢竹和曙筋矢竹的F0均与矢竹差异显著.Fv/Fm表示PSII的最大光化学量子产量, 代表反应中心的活性(桂仁意等, 2010).SG的Fv/Fm最小, 为GL的84%, 其最大光化学效率低于矢竹与曙筋矢竹.Fv/F0代表PSII光反应中心的潜在活性(林世青等, 1992).花叶矢竹PSII光反应中心潜在活性高于曙筋矢竹而低于矢竹, 说明花叶矢竹绿叶部分PSII光反应中心潜在活性没有恢复到矢竹的水平.3个竹种间反映热耗散能力的光化学淬灭系数qP差异不显著, 表明它们用于电子传递的光能差异不显著(表2). ...

植物叶色突变体
1
2006

... 自然界中叶色变异材料丰富, 而叶色变异通常是由于叶绿素含量改变、叶绿体发育异常及光合元件异常导致(何冰等, 2006).植物叶色变异则其光合作用过程必然发生变化.目前, 人们对于植物的光保护和光抑制机制的转变已进行了大量研究, 前者以能量淬灭研究为主, 后者则以PSII光抑制研究为主(Murchie and Lawson, 2013; 孙鲁龙等, 2017).然而, 由于研究手段的限制, 植物叶色发生变化时, 其胁迫位点是在PSII还是在PSI始终未知.同时, 对于光合作用的PSII-PSI-暗反应的动态变化研究得更少.光合作用各过程产生的影响都可通过叶绿素荧光诱导动力学变化反映出来(Deell et al., 2003; 耿东梅等, 2014).调制式荧光仪增加远红光处理, 再通过分析荧光动力学曲线, 可以推测整个光合作用光暗反应的动态变化(钟传飞, 2008). ...

2
2006

... 非调制连续激发式荧光仪通过极短时间内照光后荧光信号的瞬时变化, 反映出暗反应活化前PSII的光化学变化(李鹏民, 2006).从暗适应后的照光瞬间得到初始荧光F0开始到最大荧光Fp.不同种类矢竹叶片快速荧光诱导动力学曲线(图3)包含O、J、I和P等相(Strasser et al., 2004).由图3可知, 将OJIP曲线双重归一化后各阶段都存在, 说明光合电子链仍然能够有效运转.VL和SG的OJIP曲线各相差异不大, 与GL相比, 其O-I阶段近乎相同, O-I相越高说明PSII还原侧电子从初级电子受体QA向次级电子受体QB的传递越强, 表明GL从QA向QB电子传递的能力高.P点的荧光大小趋势为GL>VL>SG, 表明曙筋矢竹和花叶矢竹的PSII活性均弱于矢竹. ...
... PSII的活性变化会影响PSII与PSI间的电子传递速率(欧明明和蔡伟民, 2005).PSI的叶绿素荧光往往是固定不变的, 但PSI的氧化还原状态改变也能够反馈引起PSII的氧化还原状态变化, 从而导致PSII叶绿素荧光发生改变(李鹏民, 2006).正常情况下, PSI受体侧的电子出路以线性电子传递为主, 非线性电子传递为辅.本研究中, 调制荧光仪结合远红光的叶绿素荧光诱导曲线(FI)显示, 花叶矢竹的PSII到PSI光合电子传递链阻塞严重, 而FI斜率上升, 这与其F0′下降(即P700至QA的电子链被氧化的程度升高)出现矛盾, 表明电子传递链氧化还原平衡更偏向于还原侧, 更多的电子可能用于环式电子流中(Zhu et al., 2005), 从而对叶片起到光保护作用.因此, 花叶矢竹和曙筋矢竹PSII活性变弱, 导致PSII与PSI之间电子传递受阻. ...

叶绿素荧光动力学在植物抗性生理学、生态学和农业现代化中的应用
1
1992

... F0是暗适应状态下PSII反应中心完全开放时的荧光产量, 代表反应中心处于开放状态时的荧光产量, 其大小与捕光天线系统及PSII反应中心状态均有密切关系(许大全, 2001).花叶矢竹和曙筋矢竹的F0均与矢竹差异显著.Fv/Fm表示PSII的最大光化学量子产量, 代表反应中心的活性(桂仁意等, 2010).SG的Fv/Fm最小, 为GL的84%, 其最大光化学效率低于矢竹与曙筋矢竹.Fv/F0代表PSII光反应中心的潜在活性(林世青等, 1992).花叶矢竹PSII光反应中心潜在活性高于曙筋矢竹而低于矢竹, 说明花叶矢竹绿叶部分PSII光反应中心潜在活性没有恢复到矢竹的水平.3个竹种间反映热耗散能力的光化学淬灭系数qP差异不显著, 表明它们用于电子传递的光能差异不显著(表2). ...

铁限制对铜绿微囊藻光系统活性变化的影响
1
2005

... PSII的活性变化会影响PSII与PSI间的电子传递速率(欧明明和蔡伟民, 2005).PSI的叶绿素荧光往往是固定不变的, 但PSI的氧化还原状态改变也能够反馈引起PSII的氧化还原状态变化, 从而导致PSII叶绿素荧光发生改变(李鹏民, 2006).正常情况下, PSI受体侧的电子出路以线性电子传递为主, 非线性电子传递为辅.本研究中, 调制荧光仪结合远红光的叶绿素荧光诱导曲线(FI)显示, 花叶矢竹的PSII到PSI光合电子传递链阻塞严重, 而FI斜率上升, 这与其F0′下降(即P700至QA的电子链被氧化的程度升高)出现矛盾, 表明电子传递链氧化还原平衡更偏向于还原侧, 更多的电子可能用于环式电子流中(Zhu et al., 2005), 从而对叶片起到光保护作用.因此, 花叶矢竹和曙筋矢竹PSII活性变弱, 导致PSII与PSI之间电子传递受阻. ...

低温处理葡萄根系对叶片PSII活性的影响
1
2017

... 自然界中叶色变异材料丰富, 而叶色变异通常是由于叶绿素含量改变、叶绿体发育异常及光合元件异常导致(何冰等, 2006).植物叶色变异则其光合作用过程必然发生变化.目前, 人们对于植物的光保护和光抑制机制的转变已进行了大量研究, 前者以能量淬灭研究为主, 后者则以PSII光抑制研究为主(Murchie and Lawson, 2013; 孙鲁龙等, 2017).然而, 由于研究手段的限制, 植物叶色发生变化时, 其胁迫位点是在PSII还是在PSI始终未知.同时, 对于光合作用的PSII-PSI-暗反应的动态变化研究得更少.光合作用各过程产生的影响都可通过叶绿素荧光诱导动力学变化反映出来(Deell et al., 2003; 耿东梅等, 2014).调制式荧光仪增加远红光处理, 再通过分析荧光动力学曲线, 可以推测整个光合作用光暗反应的动态变化(钟传飞, 2008). ...

川西茶区主栽品种光合强度与叶片结构相关关系的研究
1
1997

... 光合作用是植物生长和产量形成的基础, 叶绿体结构与光合作用密切相关.此外, 叶绿体又是光合作用的主要部位, 是色素合成和降解的场所, 而色素含量会直接导致叶色变异(唐茜和施嘉璠, 1997).已有研究表明, 叶绿素含量与光合作用之间一般呈正相关.例如, 水稻(Oryza sativa)突变体浅绿色叶绿体内部存在空泡状结构, 叶片叶绿素含量较低(Wu et al., 2015); 返白系小麦(Triticum aestivum)叶绿体的超微结构观察结果显示, 其类囊体发育处于停滞状态, 且随着叶龄的增大, 仅体积在一定程度上增加, 未发育出明显的片层结构(杨莉等, 2003).矢竹不同叶色变异类型的叶片色素与叶绿体结构差异较大, 其中, 色素差异趋势为GL>SG>VL>SA, 这与不同叶片间叶绿体内平均基粒变化趋势一致.基粒由叶绿体内膜凸起形成小囊泡, 与光合色素结合后, 形成许多类囊体, 垛叠而成, 是色素的载体, 因此叶绿体结构内基粒数量会影响色素存在(Waters and Langdale, 2009).例如, 拟南芥(Arabidopsis thaliana)突变体thf1出现杂色表型是由于叶绿体中类囊体基粒没有垛叠(Wang et al., 2004).因此, 叶绿体发育不成熟可能导致光合色素不能正常累积, 是导致叶色差异的直接原因. ...

1
2001

... F0是暗适应状态下PSII反应中心完全开放时的荧光产量, 代表反应中心处于开放状态时的荧光产量, 其大小与捕光天线系统及PSII反应中心状态均有密切关系(许大全, 2001).花叶矢竹和曙筋矢竹的F0均与矢竹差异显著.Fv/Fm表示PSII的最大光化学量子产量, 代表反应中心的活性(桂仁意等, 2010).SG的Fv/Fm最小, 为GL的84%, 其最大光化学效率低于矢竹与曙筋矢竹.Fv/F0代表PSII光反应中心的潜在活性(林世青等, 1992).花叶矢竹PSII光反应中心潜在活性高于曙筋矢竹而低于矢竹, 说明花叶矢竹绿叶部分PSII光反应中心潜在活性没有恢复到矢竹的水平.3个竹种间反映热耗散能力的光化学淬灭系数qP差异不显著, 表明它们用于电子传递的光能差异不显著(表2). ...

小麦突变体返白系返白阶段叶绿体超微结构变化研究
1
2003

... 光合作用是植物生长和产量形成的基础, 叶绿体结构与光合作用密切相关.此外, 叶绿体又是光合作用的主要部位, 是色素合成和降解的场所, 而色素含量会直接导致叶色变异(唐茜和施嘉璠, 1997).已有研究表明, 叶绿素含量与光合作用之间一般呈正相关.例如, 水稻(Oryza sativa)突变体浅绿色叶绿体内部存在空泡状结构, 叶片叶绿素含量较低(Wu et al., 2015); 返白系小麦(Triticum aestivum)叶绿体的超微结构观察结果显示, 其类囊体发育处于停滞状态, 且随着叶龄的增大, 仅体积在一定程度上增加, 未发育出明显的片层结构(杨莉等, 2003).矢竹不同叶色变异类型的叶片色素与叶绿体结构差异较大, 其中, 色素差异趋势为GL>SG>VL>SA, 这与不同叶片间叶绿体内平均基粒变化趋势一致.基粒由叶绿体内膜凸起形成小囊泡, 与光合色素结合后, 形成许多类囊体, 垛叠而成, 是色素的载体, 因此叶绿体结构内基粒数量会影响色素存在(Waters and Langdale, 2009).例如, 拟南芥(Arabidopsis thaliana)突变体thf1出现杂色表型是由于叶绿体中类囊体基粒没有垛叠(Wang et al., 2004).因此, 叶绿体发育不成熟可能导致光合色素不能正常累积, 是导致叶色差异的直接原因. ...

调制叶绿素荧光动力学参数及其计量关系的意义和公理化讨论
1
2008

... PAM2500与是否加远红光的区别仅在于F0′的有无, 而当用光化光(AL)将叶绿素荧光诱导到光稳态时, PSII-PSI-碳同化达到一个高速运转的动态平衡状态; 再用远红光(FR)激发PSI, 通过2个光系统PSI和 PSII间的线性传递, 迅速消耗掉在PQ累积的电子, 使PSII原初电子受体QA快速还原, PSII反应中心在光适应条件下完全关闭, 同时铁氧还蛋白-ADP+还原酶活性和碳同化也暂时停止.当AL再次打开时, 叶绿素荧光从F0′上升到Fs, PSII-PSI-碳同化再次被激活, 并回到Fs的动态平衡状态(钟传飞, 2008).因此F0′-Fs是一个稳态过程, 并在300秒左右达到稳定, 这主要是由于卡尔文循环的各种酶被激活(Gilmore et al., 1997), 质子梯度逐渐稳定(Schreiber, 2004), 光暗反应逐渐达到动态平衡的结果(张阿宏等, 2008). ...

植物叶绿素含量测定——丙酮乙醇混合液法
1
1986

... 选择矢竹、花叶矢竹和曙筋矢竹成熟功能叶片测定光合色素浓度.具体操作步骤参照Lichtenthaler (1987)的方法, 用紫外-可见分光光度计(UV-255)对350-1 000 nm波长范围内的吸光值进行全光谱扫描, 其中叶绿素及类胡萝卜素含量参照Arnon法(张宪政, 1986)修正公式进行计算. ...

幼叶黄化油菜(Brassica napus L.)突变体Cr3529叶绿体超微结构观察
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2003

... 参照赵云等(2003)的方法观察叶肉细胞的叶绿体超微结构.选取实验需要的叶片, 在叶中部距主脉1 cm处, 取叶片切成1 mm×2 mm的块状, 放入4% (pH6.8)的戊二醛溶液中, 在4°C条件下固定1周.样品经磷酸缓冲液漂洗4次后, 转入1% (pH7.2)的锇酸中, 在4°C条件下固定4小时, 再用磷酸缓冲液冲洗3 次, 经乙醇逐级脱水后, 转入Epon812环氧树脂内浸透包埋, 60°C下聚合24小时.用Leica EM UC 6型超薄切片机切片(切片厚度为60 nm), 经醋酸双氧铀和柠檬酸铅双重染色后, 在日产JEM-1230型透射电镜下, 选取典型视野拍照, 并统计栅栏组织单位细胞内叶绿体数, 观测5个视野, 结果取平均值. ...

光系统I的异质性及其在类囊体膜上分布的研究进展
1
1999

... 光系统中PSII和PSI是叶绿体内类囊体的重要蛋白复合体.大量研究证明, PSII主要分布在垛叠的基粒类囊体上, 而PSI主要分布在叶绿体非垛叠的间质类囊体膜上(郑彩霞和高荣孚, 1999).PSII的功能变化可以通过快速和调制叶绿素荧光测定进行分析, 而PSI的功能变化可以利用植物对远红光的吸收进行测定.利用上述2个过程, 可以分析PSI和PSII的活性和相互作用关系(Papageorgiou et al., 2007).花叶矢竹和曙筋矢竹F0Fv/FmETR等参数变化, 以及OJIP曲线和比活参数的变化, 都表明花叶矢竹和曙筋矢竹的天线系统与PSII反应中心的光化学活性均低于矢竹水平, 这与2种变异叶片发育不成熟叶绿体内基粒数明显少于矢竹的特性一致. ...

3
2008

... 自然界中叶色变异材料丰富, 而叶色变异通常是由于叶绿素含量改变、叶绿体发育异常及光合元件异常导致(何冰等, 2006).植物叶色变异则其光合作用过程必然发生变化.目前, 人们对于植物的光保护和光抑制机制的转变已进行了大量研究, 前者以能量淬灭研究为主, 后者则以PSII光抑制研究为主(Murchie and Lawson, 2013; 孙鲁龙等, 2017).然而, 由于研究手段的限制, 植物叶色发生变化时, 其胁迫位点是在PSII还是在PSI始终未知.同时, 对于光合作用的PSII-PSI-暗反应的动态变化研究得更少.光合作用各过程产生的影响都可通过叶绿素荧光诱导动力学变化反映出来(Deell et al., 2003; 耿东梅等, 2014).调制式荧光仪增加远红光处理, 再通过分析荧光动力学曲线, 可以推测整个光合作用光暗反应的动态变化(钟传飞, 2008). ...
... PAM2500与是否加远红光的区别仅在于F0′的有无, 而当用光化光(AL)将叶绿素荧光诱导到光稳态时, PSII-PSI-碳同化达到一个高速运转的动态平衡状态; 再用远红光(FR)激发PSI, 通过2个光系统PSI和 PSII间的线性传递, 迅速消耗掉在PQ累积的电子, 使PSII原初电子受体QA快速还原, PSII反应中心在光适应条件下完全关闭, 同时铁氧还蛋白-ADP+还原酶活性和碳同化也暂时停止.当AL再次打开时, 叶绿素荧光从F0′上升到Fs, PSII-PSI-碳同化再次被激活, 并回到Fs的动态平衡状态(钟传飞, 2008).因此F0′-Fs是一个稳态过程, 并在300秒左右达到稳定, 这主要是由于卡尔文循环的各种酶被激活(Gilmore et al., 1997), 质子梯度逐渐稳定(Schreiber, 2004), 光暗反应逐渐达到动态平衡的结果(张阿宏等, 2008). ...
... 光稳态时, 在每个周期中光化光转变为远红光后, 仅P700被激发而导致PSI之前的电子传递体直至QA被重氧化(钟传飞, 2008).由图5可知, 不同远红光(FR)组合对3种矢竹叶片F0′影响差异不显著, 而对稳态荧光曲线的变化影响差异较大.FR打开时, 实时荧光曲线Ft迅速从暗适应后最大荧光Fm下降到光适应下最小荧光F0′, 而且从F0′到稳态荧光Fs过程都经历低-高-低的过程.SG从F0′到Fs过程中, Ft随着远红光组合的增强而先减小后增加.在10-10处理下的荧光上升速度最大, 当远红光组合为3-1、3-2和10-10处理时均在70 ms时(298秒)达到最低值F0′, 荧光开始上升的时间最早的是10-10处理.不同FR处理间VL对稳态荧光影响不大, 随着FR增强, 荧光上升的速度变化幅度较小, 但叶绿素荧光诱导曲线斜率呈上升趋势. ...

1
2003

... 自然界中叶色变异材料丰富, 而叶色变异通常是由于叶绿素含量改变、叶绿体发育异常及光合元件异常导致(何冰等, 2006).植物叶色变异则其光合作用过程必然发生变化.目前, 人们对于植物的光保护和光抑制机制的转变已进行了大量研究, 前者以能量淬灭研究为主, 后者则以PSII光抑制研究为主(Murchie and Lawson, 2013; 孙鲁龙等, 2017).然而, 由于研究手段的限制, 植物叶色发生变化时, 其胁迫位点是在PSII还是在PSI始终未知.同时, 对于光合作用的PSII-PSI-暗反应的动态变化研究得更少.光合作用各过程产生的影响都可通过叶绿素荧光诱导动力学变化反映出来(Deell et al., 2003; 耿东梅等, 2014).调制式荧光仪增加远红光处理, 再通过分析荧光动力学曲线, 可以推测整个光合作用光暗反应的动态变化(钟传飞, 2008). ...

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1997

... PAM2500与是否加远红光的区别仅在于F0′的有无, 而当用光化光(AL)将叶绿素荧光诱导到光稳态时, PSII-PSI-碳同化达到一个高速运转的动态平衡状态; 再用远红光(FR)激发PSI, 通过2个光系统PSI和 PSII间的线性传递, 迅速消耗掉在PQ累积的电子, 使PSII原初电子受体QA快速还原, PSII反应中心在光适应条件下完全关闭, 同时铁氧还蛋白-ADP+还原酶活性和碳同化也暂时停止.当AL再次打开时, 叶绿素荧光从F0′上升到Fs, PSII-PSI-碳同化再次被激活, 并回到Fs的动态平衡状态(钟传飞, 2008).因此F0′-Fs是一个稳态过程, 并在300秒左右达到稳定, 这主要是由于卡尔文循环的各种酶被激活(Gilmore et al., 1997), 质子梯度逐渐稳定(Schreiber, 2004), 光暗反应逐渐达到动态平衡的结果(张阿宏等, 2008). ...

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2010

... 叶绿素荧光曲线还可以反映光合机构的比活性, 即单位面积内活跃的反应中心的各种量子效率.图4A和B分别为单位反应中心及单位截面上吸收的光能和用于还原QA的能量, 即用于热耗散的能量.单位反应中心及单位截面积吸收的光能大小为SG>GL>VL, 其中SG用于电子传递的能量最高.Rc/Cso代表t=0时单位面积内反应中心的数量, 它反映植物光合机构的状态(Heerden et al., 2010).不同类型叶片中, SG和VL中单位面积的光合机构含有反应中心数目Rc/Cso低于GL.以上结果表明, 矢竹反应中心数量最大, 花叶中反应中心数量最少; 而曙筋矢竹反应中心数量有所增加, 但并没有完全恢复到矢竹的水平. ...

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1987

... 选择矢竹、花叶矢竹和曙筋矢竹成熟功能叶片测定光合色素浓度.具体操作步骤参照Lichtenthaler (1987)的方法, 用紫外-可见分光光度计(UV-255)对350-1 000 nm波长范围内的吸光值进行全光谱扫描, 其中叶绿素及类胡萝卜素含量参照Arnon法(张宪政, 1986)修正公式进行计算. ...

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2013

... 自然界中叶色变异材料丰富, 而叶色变异通常是由于叶绿素含量改变、叶绿体发育异常及光合元件异常导致(何冰等, 2006).植物叶色变异则其光合作用过程必然发生变化.目前, 人们对于植物的光保护和光抑制机制的转变已进行了大量研究, 前者以能量淬灭研究为主, 后者则以PSII光抑制研究为主(Murchie and Lawson, 2013; 孙鲁龙等, 2017).然而, 由于研究手段的限制, 植物叶色发生变化时, 其胁迫位点是在PSII还是在PSI始终未知.同时, 对于光合作用的PSII-PSI-暗反应的动态变化研究得更少.光合作用各过程产生的影响都可通过叶绿素荧光诱导动力学变化反映出来(Deell et al., 2003; 耿东梅等, 2014).调制式荧光仪增加远红光处理, 再通过分析荧光动力学曲线, 可以推测整个光合作用光暗反应的动态变化(钟传飞, 2008). ...

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2007

... 光系统中PSII和PSI是叶绿体内类囊体的重要蛋白复合体.大量研究证明, PSII主要分布在垛叠的基粒类囊体上, 而PSI主要分布在叶绿体非垛叠的间质类囊体膜上(郑彩霞和高荣孚, 1999).PSII的功能变化可以通过快速和调制叶绿素荧光测定进行分析, 而PSI的功能变化可以利用植物对远红光的吸收进行测定.利用上述2个过程, 可以分析PSI和PSII的活性和相互作用关系(Papageorgiou et al., 2007).花叶矢竹和曙筋矢竹F0Fv/FmETR等参数变化, 以及OJIP曲线和比活参数的变化, 都表明花叶矢竹和曙筋矢竹的天线系统与PSII反应中心的光化学活性均低于矢竹水平, 这与2种变异叶片发育不成熟叶绿体内基粒数明显少于矢竹的特性一致. ...

1
2004

... PAM2500与是否加远红光的区别仅在于F0′的有无, 而当用光化光(AL)将叶绿素荧光诱导到光稳态时, PSII-PSI-碳同化达到一个高速运转的动态平衡状态; 再用远红光(FR)激发PSI, 通过2个光系统PSI和 PSII间的线性传递, 迅速消耗掉在PQ累积的电子, 使PSII原初电子受体QA快速还原, PSII反应中心在光适应条件下完全关闭, 同时铁氧还蛋白-ADP+还原酶活性和碳同化也暂时停止.当AL再次打开时, 叶绿素荧光从F0′上升到Fs, PSII-PSI-碳同化再次被激活, 并回到Fs的动态平衡状态(钟传飞, 2008).因此F0′-Fs是一个稳态过程, 并在300秒左右达到稳定, 这主要是由于卡尔文循环的各种酶被激活(Gilmore et al., 1997), 质子梯度逐渐稳定(Schreiber, 2004), 光暗反应逐渐达到动态平衡的结果(张阿宏等, 2008). ...

0
2004


1
2008

... 快速叶绿素荧光测定按照Tsimilli-Michael和Strasser (2008)的方法进行, 利用连续激发式荧光仪1161测定快速叶绿素荧光动力学曲线.测定前叶片需暗适应15分钟, 用以二极管(465 nm, 谱线半宽20 nm)为光源发出的强度为3 000 μmol·m-2·s-1的饱和脉冲光照射叶片并检测激发的叶绿素荧光. ...

1
2004

... 光合作用是植物生长和产量形成的基础, 叶绿体结构与光合作用密切相关.此外, 叶绿体又是光合作用的主要部位, 是色素合成和降解的场所, 而色素含量会直接导致叶色变异(唐茜和施嘉璠, 1997).已有研究表明, 叶绿素含量与光合作用之间一般呈正相关.例如, 水稻(Oryza sativa)突变体浅绿色叶绿体内部存在空泡状结构, 叶片叶绿素含量较低(Wu et al., 2015); 返白系小麦(Triticum aestivum)叶绿体的超微结构观察结果显示, 其类囊体发育处于停滞状态, 且随着叶龄的增大, 仅体积在一定程度上增加, 未发育出明显的片层结构(杨莉等, 2003).矢竹不同叶色变异类型的叶片色素与叶绿体结构差异较大, 其中, 色素差异趋势为GL>SG>VL>SA, 这与不同叶片间叶绿体内平均基粒变化趋势一致.基粒由叶绿体内膜凸起形成小囊泡, 与光合色素结合后, 形成许多类囊体, 垛叠而成, 是色素的载体, 因此叶绿体结构内基粒数量会影响色素存在(Waters and Langdale, 2009).例如, 拟南芥(Arabidopsis thaliana)突变体thf1出现杂色表型是由于叶绿体中类囊体基粒没有垛叠(Wang et al., 2004).因此, 叶绿体发育不成熟可能导致光合色素不能正常累积, 是导致叶色差异的直接原因. ...

1
2009

... 光合作用是植物生长和产量形成的基础, 叶绿体结构与光合作用密切相关.此外, 叶绿体又是光合作用的主要部位, 是色素合成和降解的场所, 而色素含量会直接导致叶色变异(唐茜和施嘉璠, 1997).已有研究表明, 叶绿素含量与光合作用之间一般呈正相关.例如, 水稻(Oryza sativa)突变体浅绿色叶绿体内部存在空泡状结构, 叶片叶绿素含量较低(Wu et al., 2015); 返白系小麦(Triticum aestivum)叶绿体的超微结构观察结果显示, 其类囊体发育处于停滞状态, 且随着叶龄的增大, 仅体积在一定程度上增加, 未发育出明显的片层结构(杨莉等, 2003).矢竹不同叶色变异类型的叶片色素与叶绿体结构差异较大, 其中, 色素差异趋势为GL>SG>VL>SA, 这与不同叶片间叶绿体内平均基粒变化趋势一致.基粒由叶绿体内膜凸起形成小囊泡, 与光合色素结合后, 形成许多类囊体, 垛叠而成, 是色素的载体, 因此叶绿体结构内基粒数量会影响色素存在(Waters and Langdale, 2009).例如, 拟南芥(Arabidopsis thaliana)突变体thf1出现杂色表型是由于叶绿体中类囊体基粒没有垛叠(Wang et al., 2004).因此, 叶绿体发育不成熟可能导致光合色素不能正常累积, 是导致叶色差异的直接原因. ...

1
2015

... 光合作用是植物生长和产量形成的基础, 叶绿体结构与光合作用密切相关.此外, 叶绿体又是光合作用的主要部位, 是色素合成和降解的场所, 而色素含量会直接导致叶色变异(唐茜和施嘉璠, 1997).已有研究表明, 叶绿素含量与光合作用之间一般呈正相关.例如, 水稻(Oryza sativa)突变体浅绿色叶绿体内部存在空泡状结构, 叶片叶绿素含量较低(Wu et al., 2015); 返白系小麦(Triticum aestivum)叶绿体的超微结构观察结果显示, 其类囊体发育处于停滞状态, 且随着叶龄的增大, 仅体积在一定程度上增加, 未发育出明显的片层结构(杨莉等, 2003).矢竹不同叶色变异类型的叶片色素与叶绿体结构差异较大, 其中, 色素差异趋势为GL>SG>VL>SA, 这与不同叶片间叶绿体内平均基粒变化趋势一致.基粒由叶绿体内膜凸起形成小囊泡, 与光合色素结合后, 形成许多类囊体, 垛叠而成, 是色素的载体, 因此叶绿体结构内基粒数量会影响色素存在(Waters and Langdale, 2009).例如, 拟南芥(Arabidopsis thaliana)突变体thf1出现杂色表型是由于叶绿体中类囊体基粒没有垛叠(Wang et al., 2004).因此, 叶绿体发育不成熟可能导致光合色素不能正常累积, 是导致叶色差异的直接原因. ...

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2005

... PSII的活性变化会影响PSII与PSI间的电子传递速率(欧明明和蔡伟民, 2005).PSI的叶绿素荧光往往是固定不变的, 但PSI的氧化还原状态改变也能够反馈引起PSII的氧化还原状态变化, 从而导致PSII叶绿素荧光发生改变(李鹏民, 2006).正常情况下, PSI受体侧的电子出路以线性电子传递为主, 非线性电子传递为辅.本研究中, 调制荧光仪结合远红光的叶绿素荧光诱导曲线(FI)显示, 花叶矢竹的PSII到PSI光合电子传递链阻塞严重, 而FI斜率上升, 这与其F0′下降(即P700至QA的电子链被氧化的程度升高)出现矛盾, 表明电子传递链氧化还原平衡更偏向于还原侧, 更多的电子可能用于环式电子流中(Zhu et al., 2005), 从而对叶片起到光保护作用.因此, 花叶矢竹和曙筋矢竹PSII活性变弱, 导致PSII与PSI之间电子传递受阻. ...



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    尚玉婷,张妮娜,上官周平,陈娟&,西北农林科技大学黄土高原土壤侵蚀与旱地农业国家重点实验室,杨凌712100ShangYuting,ZhangNina,ShangguanZhouping,ChenJuan&,StateKeyLaboratoryofSoilErosio ...
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  • 植物角质膜研究进展
    王凯悦,陈芳泉,邵惠芳,韩丹,许自成,黄五星&,河南农业大学烟草学院,郑州450002WangKaiyue,ChenFangquan,ShaoHuifang,HanDan,XuZicheng,HuangWuxing&,CollegeofTobaccoScience,H ...
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  • 基于SSR分子标记的酸浆属植物亲缘关系研究
    朱宇佳1,焦凯丽1,罗秀俊1,冯尚国1,2,&,,王慧中1,2,&,1杭州师范大学生命与环境科学学院,浙江省药用植物种质改良和质量监控重点实验室,杭州3111212湖南农业大学生物科学技术学院,长沙410128ZhuYujia1,JiaoKaili1,LuoXiuju ...
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  • 新疆阿魏特征显微结构的三维原位无损研究
    刘慧强1,&,,凯撒&苏来曼2,孙芸3,庞渊4,樊孝喜1,谢茹1,柳超1,段颖妮1,马燕11新疆医科大学医学工程技术学院,乌鲁木齐8300112新疆维吾尔自治区中药民族药研究所,乌鲁木齐8300023新疆医科大学中医学院,乌鲁木齐8300114乌鲁木齐市中医医院,乌鲁 ...
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  • 构树: 一种新型木本模式植物
    彭献军,沈世华&,中国科学院植物研究所北方资源植物重点实验室,北京100093PengXianjun,ShenShihua&,KeyLaboratoryofPlantResources,InstituteofBotany,ChineseAcademyofScience ...
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  • 解析植物冷信号转导途径: 植物如何感知低温
    段志坤,秦晓惠,朱晓红,宋纯鹏&,河南大学生命科学学院,棉花生物学国家重点实验室,植物逆境生物学重点实验室,开封475004DuanZhikun,QinXiaohui,ZhuXiaohong,SongChunpeng&,KeyLaboratoryofPlantStre ...
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  • 植物根向水性反应研究进展
    高坤,常金科,黎家&,兰州大学生命科学学院,细胞活动与逆境适应教育部重点实验室,兰州730000GaoKun,ChangJinke,LiJia&,MinistryofEducationKeyLaboratoryofCellActivitiesandStressAdap ...
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  • SUMO E3连接酶在植物生长发育中的功能研究进展
    韩丹璐,赖建彬,阳成伟&,华南师范大学生命科学学院,广东省植物发育生物工程重点实验室,广州510631HanDanlu,LaiJianbin,YangChengwei&,GuangdongProvincialKeyLaboratoryofBiotechnologyfo ...
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  • 植物抗病蛋白研究进展
    闫佳,刘雅琼,侯岁稳&,兰州大学生命科学学院,细胞活动与逆境适应教育部重点实验室,兰州730000YanJia,LiuYaqiong,HouSuiwen&,KeyLaboratoryofCellActivitiesandStressAdaptations,Minist ...
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  • 植物细胞自噬研究进展
    刘洋,张静,王秋玲,侯岁稳&,兰州大学生命科学学院,细胞活动与逆境适应教育部重点实验室,兰州730000LiuYang,ZhangJing,WangQiuling,HouSuiwen&,KeyLaboratoryofCellActivitiesandStressAda ...
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