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拟南芥金属蛋白酶FtSH4通过生长素与活性氧调控叶片衰老

本站小编 Free考研考试/2022-01-01
张盛春, 李清明, 阳成伟*,
华南师范大学生命科学学院, 广东省植物发育生物工程重点实验室, 广州 510631
Zhang Shengchun, Li Qingming, Yang Chengwei*,
Guangdong Provincial Key Laboratory of Biotechnology for Plant Development, College of Life Sciences, South China Normal University, Guangzhou 510631, China
引用本文
张盛春, 李清明, 阳成伟. 拟南芥金属蛋白酶FtSH4通过生长素与活性氧调控叶片衰老. , 2017, 52(4): 453-464

贡献者
* 通讯作者。E-mail: yangchw@scnu.edu.cn
基金资助
基金项目: 国家自然科学基金(No.31370350, No.31271471);
接受日期:2017-03-9接受日期:2017-05-6网络出版日期:2017-07-1
-->Copyright
20172010 《植物学报》编辑部
Contributors
* Author for correspondence. E-mail: yangchw@scnu.edu.cn

History
Received:Accepted:Online:




摘要:植物金属蛋白酶FtSH基因家族在拟南芥(Arabidopsis thaliana)中有12个成员, 目前各基因的功能还不清楚。该文利用细胞生物学和遗传学方法初步分析了拟南芥FtSH4在叶片衰老中的功能。ftsh4-4突变体叶片中H2O2含量及细胞死亡率增加, 叶绿素含量降低; 此外, 突变体中过氧化物酶基因表达上调, 过氧化物酶活性增加, 出现早衰表型。外源抗氧化剂AsA、内源和外源生长素能够通过降低ftsh4-4体内H2O2含量、过氧化物酶基因的表达及过氧化物酶活性, 恢复ftsh4-4叶片的衰老表型。ftsh4-4突变体中生长素响应因子基因ARF2和ARF7上调表达, 外源生长素和抗氧化剂能够降低ARF2和ARF7的表达, 并且ARF2突变能够降低ftsh4-4的H2O2含量并恢复其早衰表型。以上结果表明, FtSH4基因通过生长素与活性氧在调控植物叶片衰老中起重要作用。
 关键词: FtSH4, ; 拟南芥, ; 活性氧, ; 生长素, ; 叶片衰老

Abstract: The plant metalloproteinases FtSH gene family has 12 members in Arabidopsis, and their functions are still unclear. In the present study, we analyzed the function of FtSH4 on leaf senescence using cell biology and genetics methods. The ftsh4-4 mutant displayed a premature leaf senescence phenotype with increased H2O2 content and cell death rate, decreased chlorophyll content, increased peroxidase gene expression and peroxidase activity. The ftsh4-4 leaf senescence phenotype could be rescued by applying the exogenous antioxidant AsA and endogenous or exogenous auxin by decreasing H2O2 content, peroxidase gene expression level and peroxidase activity. The expression of auxin response factor genes ARF2 and ARF7 was increased in the ftsh4-4 mutant and was reduced by exogenous auxin or AsA. Moreover, H2O2 content and the senescence phenotype of ftsh4-4 could be rescued by the arf2-8 mutant. These results indicate that FtSH4 gene plays an important role in the regulation of leaf senescence through auxin and reactive oxygen species.
Key words:FtSH4, ; Arabidopsis, ; reactive oxygen species, ; auxin, ; leaf senescence


植物叶片衰老是一种依赖年龄的细胞程序性退化和降解过程, 能够引起植物体内的代谢紊乱并最终导致植物器官或整株死亡(Lim et al., 2007)。植物叶片在衰老过程中, 由于细胞质膜和液泡膜以及叶绿体等细胞器发生瓦解, 破坏了细胞的内稳态, 最终导致衰老叶片细胞死亡。叶片衰老相关代谢变化包括叶绿素降解、叶片黄化, 还有蛋白质、脂质、核酸以及其它生物大分子的水解(Ren et al., 2010; Watanabe et al., 2013)。叶片衰老以依赖年龄的方式进行, 属于程序性细胞死亡的一种, 受到各种外部环境因素和内部因素的诱导(Guo and Gan, 2012)。影响植物叶片衰老的内部因素包括各种植物激素、植物体内的氧化还原状态以及依赖年龄的内源发育信号(Lim et al., 2007)。

植物激素是叶片衰老的重要调节者, 改变植物体内的激素信号会导致叶片衰老表型发生变化(Li et al., 2012)。植物激素可诱导或抑制叶片衰老, 乙烯(ethy- lene)、茉莉酸(JA)、脱落酸(ABA)和水杨酸(SA)可促进叶片衰老; 而生长素(auxin)、赤霉素(GA)和细胞分裂素(CKs)则延缓叶片衰老(Jibran et al., 2013)。虽然已知生长素作为调控植物生长发育的重要激素参与叶片衰老调控, 但是相关的分子机制仍不清楚。有限的研究表明, 模式植物拟南芥(Arabidopsis thaliana)中, 生长素响应因子ARF2和ARF7参与植物衰老调控(Ellis et al., 2005; Okushima et al., 2007)。活性氧(reactive oxygen species, ROS)的积累是植物细胞应对各种生物和非生物胁迫以及自然衰老过程做出的响应, 自然状态下的衰老及环境胁迫诱导的衰老过程均会产生大量的ROS (Apel and Hirt, 2004)。其中, H2O2 (hydrogen peroxide)被认为是调控细胞程序性死亡的信号中介, 衰老叶片中H2O2含量明显增加(Zimmermann et al., 2006; Queval et al., 2007), 许多叶片衰老调控基因(如WRKY53和SAG21)的表达均受H2O2的诱导(Zentgraf et al., 2010; Salleh et al., 2012)。ROS信号能够与植物激素信号形成复杂的调控网络, 在调控植物生长发育、衰老以及环境应答等过程中起重要作用(Mittler et al., 2011)。如ROS信号与ABA和乙烯等激素相互作用调控正常及逆境胁迫条件下的植物叶片衰老过程(Wang and Song, 2008; Chen et al., 2012); 与生长素相互作用调控植物主根和侧根生长、种子萌发以及金属胁迫响应等过程(He et al., 2012; Yuan et al., 2013)。但是ROS如何与生长素相互作用调控植物叶片衰老的分子机制尚不清楚。

植物中FtSH (filamentation temperature sensitive H)等ATP依赖的金属蛋白酶在植物生长发育过程中, 尤其是维持叶绿体和线粒体膜蛋白的完整性方面起重要作用(Nolden et al., 2005)。拟南芥基因组共编码12个FtSH蛋白(Garcia-Lorenzo et al., 2006), 其中有8个定位在叶绿体(FtSH1、2、5-9和12), 3个定位在线粒体中(FtSH3、4和10), FtSH11同时存在于叶绿体和线粒体中(Kolodziejczak et al., 2002)。我们前期的研究表明, 线粒体FtSH4基因突变会导致H2O2大量积累(Zhang et al., 2014), 叶片出现早衰表型(Zhang et al., 2017)。本研究表明, H2O2清除剂和生长素能延缓ftsh4突变体的早衰表型, 提示该基因可能在H2O2与生长素调控叶片衰老过程中发挥重要作用。本研究通过细胞生物学和遗传学等方法, 在前期研究的基础上, 进一步对线粒体FtSH4通过生长素与H2O2调控叶片衰老的分子机制进行了深入研究。

1 材料与方法1.1 植物材料与处理拟南芥(Arabidopsis thaliana L.)哥伦比亚野生型及相关突变体(Col-0、ftsh4-4基因插入突变体、arf2-8基因插入突变体、ftsh4-4互补植株以及FtSH4过量表达植株), 均购于美国ABRC拟南芥突变体中心或者构建于本实验室。拟南芥种子先用70%乙醇溶液表面消毒30秒后, 加入10%次氯酸钠消毒10分钟, 无菌水冲洗4-5次后均匀播种于MS平板或者吸水纸上。4°C保湿黑暗冷藏3天打破休眠后, 移至拟南芥培养室中培养, 培养温度为(22±2)°C, 光周期为16小时光照/8小时黑暗, 光照强度为120-150 μmol·m-2·s-1。黑暗培养利用锡箔纸包好后遮光置于培养室。
用10 µmol∙L-1的吲哚乙酸(indole acetic acid, IAA)或者30 mg∙L-1的抗坏血酸(ascorbic acid, AsA)溶液喷洒2周龄大小的拟南芥植株。每3天处理1次, 连续处理2周, 对植株衰老表型进行拍照。

1.2 叶绿素含量测定叶绿素含量测定参照Arnon (1949)的方法并略有改动。选取长日照条件下不同生长时期(3、4和5周)的野生型(WT)、ftsh4-4、FtSH4过量表达(OV#9)和ftsh4-4互补(HB)植株莲座叶(第6、7片莲座叶), 每份材料快速称取0.1 g (至少设置3组重复), 加2 mL预冷的80%丙酮研磨后, 置于10 mL刻度试管中, 再加预冷的80%丙酮至10 mL, 加塞置4°C避光条件下浸提12-24小时, 至叶片全部褪绿为止, 此液即为叶绿素提取液。取光径为1 cm的比色杯, 加入3 mL叶绿素提取液, 以80%丙酮作为对照, 分别于663 nm及645 nm波长下测定吸光度(A值)。将测定得到的吸光度 A663、A645值带入以下公式, 计算出叶绿素a、b及叶绿素总含量。
Chla (mg∙g-1 FW)=1.27A663-0.269A645;
Chlb (mg∙g-1 FW)=2.29A645-0.468A663;
Chl (mg∙g-1 FW)=Chla+Chlb。

1.3 相对电导率测定称取0.1 g不同基因型植株的莲座叶(第6、7片莲座叶,至少设置3组重复), 用超纯水冲洗叶片表面, 以除去表面黏附的电解质。将叶片用剪刀剪成约1 mm的小条, 放入三角瓶中, 加入10 mL超纯水, 保鲜膜封口; 将三角瓶置于25°C的摇床中振荡温育2-3小时, 转速为每分钟180转; 利用奥立龙便携式纯水电导率仪(Thermoorion320C-06A, 美国)测定上述溶液电导率C1; 将测完的溶液用保鲜膜重新封口, 沸水浴20分钟, 冷却至室温, 测定电导率C2; 超纯水的电导率为C0; 计算相对电导率: η=(C1-C0)/(C2-C0)×100%。

1.4 过氧化物酶活性测定称取0.1 g不同基因型植株的莲座叶(第6、7片莲座叶, 至少设置3组重复); 加入0.5 mL酶提取缓冲液(现配现用, 提前预冷), 在冰上充分研磨, 将研好的匀浆吸入1.5 mL EP管中, 再加入0.5 mL酶提取缓冲液冲洗研钵, 并将洗液全部转移至EP管中; 将研好的匀浆于4°C下12 000×g离心20分钟; 取等量上清, 即为POD粗提液, 4°C保存备用。测定470 nm处OD值。以植物组织样品(鲜重)每分钟内A470处变化0.01为1个POD活性单位(U), 表示单位为ΔOD470/(g·min)。计算公式:

其中, ΔA470为反应时间内吸光值的变化; W为所称样品重(g); t为反应时间(min); Vs为提取酶液总体积(mL); Vo为测定时取用酶液体积(mL)。

1.5 乳酚-台盼蓝染色将10 mL乳酸、10 mL甘油、10 g苯酚及20 mg台盼蓝溶入10 mL蒸馏水中配置成染色液; 取拟南芥离体莲座叶(第6、7片莲座叶), 浸入上述溶液中, 沸水浴约1- 2分钟; 用水合氯醛溶液(2.5 g水合氯醛溶于1 mL蒸馏水)进行脱色, 至叶片无台盼蓝浮色(未染上色的 区域近无色)即可; 用显微镜观察细胞着色情况并拍照。

1.6 DAB染色配制50 mmol∙L-1 Tris溶液, 用醋酸调pH值至3.8, 将二氨基联苯胺(3,3’-diaminobenzidine, DAB)溶于该溶液, 配制成浓度为1 mg∙mL-1的染色液。将叶片浸入上述染色液中, 于25°C避光条件下静置24小时。将染好色的材料用80%乙醇, 沸水浴10分钟脱色。将脱色的叶片展开并拍照。

1.7 实时荧光定量PCR检测基因表达取野生型和上述各种突变体植株以及各种处理前后植株的第5、6片莲座叶, 利用TRIzol试剂提取RNA后, 用DNase I处理总RNA以消除基因组DNA污染, 定量后取相同量的RNA按TAKARA反转录试剂盒(Cat No.D6210A)说明书将RNA反转录成cDNA第1链。将所得第1链稀释100-200倍作为定量PCR反应模板, 利用TAKARA SYBR GREEN试剂盒(Cat No. DRR081A)进行实时荧光定量检测; 利用美国App- lied Biosystems公司7300 Real Time PCR扩增仪进行定量实验, 利用实时荧光定量PCR反应(Quantita- tive Realtime PCR)检测PER34 (At3g49120)、PER- 33 (At3g49110)、PER37 (At4g08770)、ARF2 (At5g- 62000)、ARF7 (At5g20730)、SAG12 (At5g45890)、SAG13 (At2g29350)、SAG101 (At5g14930)、SEN1 (At4g35770)和SEN4 (At4g30270)基因的表达。引物设计采用Beacon Designer 7.0软件, 引物序列见表1。
利用7300仪器系统自带软件(SDS V1.3)对数据进行统计分析, 以UBQ10 (At4g05320)为对照进行数据分析, 得出目的基因的相对表达量。实验进行3次生物学重复, 每次生物学重复设3次技术重复。
表1
Table 1
表1
表1 引物序列 Table 1 Primers used in this study
Primer namePrimer sequence (5ʹ-3ʹ)
PER33FTCTTCTCCATCACTTCTTCTTA
PER33RATCCTCCAACACATATTCTCTA
PER37FCGCCAACACTCTTTGACAACAAG
PER37RACTCATCCTTATCATTGCCTTCGC
ARF2FAATATAGCACCTTCATCTCCT
ARF2RATCACACTCTACACTCTCAG
ARF7FGCTAATGCTAATAACAGTCCTT
ARF7RTCCACATTCTTCAGTCTCAA
SAG12FATGATGAGCAAGCACTGATGAAGG
SAG12RTCCGTTAGTAGATTCGCCGTATCC
SAG13FGCGACAACATAAGGACGAACTCTG
SAG13RGAAGACAAAGAAATGCCACAAGCG
SAG101FGGGATGAGAGACGATGTGAGAGAG
SAG101RCGGGTGTTCATAAACTCGGTCAAG
SEN1FGGACATCCGACTAGAGCCATCAAC
SEN1RATCGCCGTGAAGCCAGCAG
SEN4FAACCGCCAATTTCCACACTTACTC
SEN4RCTCTTGTTGCCCAATCGTCTGC
UBQ10FCCGACTACAACATTCAGAAG
UBQ10RTATCAATGGTGTCAGAACTCT


表1
引物序列
Table 1
Primers used in this study



1.8 数据分析使用统计软件SPSS10.0对数据进行t-检验(Studen- t’s t-test), * 表示平均值之间差异显著(P<0.05), ** 表示平均值之间差异极显著(P<0.01), 误差线表示平均值之间的标准差。

2 结果与分析2.1 FtSH4参与H2O2介导的植物叶片衰老长日照条件下, 生长4周的FtSH4基因T-DNA插入突变体ftsh4-4植株与野生型(WT)相比, 莲座叶表现出明显的早衰表型, 而ftsh4-4突变体互补植株(FtSH4-ftsh4- 4, HB)能够完全恢复其早衰表型, FtSH4过表达植株(OV#9)生长情况与WT基本一致(图1A)。长日照条件下不同生长时期(3、4和5周)不同FtSH4基因型植株莲座叶中叶绿素含量以及相对电导率的测定结果显示, 长日照条件下生长4周时, ftsh4-4突变体中叶绿素含量开始明显下降(图1B), 相对电导率明显上升(图1C)。前期研究表明, ftsh4-4突变体中H2O2积累明显升高, 外源FtSH4基因能够降低ftsh4-4突变体高含量H2O2的积累, 并且ftsh4-4突变体中过氧化物酶基因PRX33、PRX34和PRX37的表达均明显高于WT (Zhang et al., 2014)。为了进一步确定FtSH4与H2O2的关系, 我们检测了长日照条件下不同生长时期(3、4和5周)不同FtSH4基因型植株莲座叶中过氧化物酶的活性。结果显示, ftsh4-4突变体中过氧化物酶活性明显高于WT、OV#9和HB植株; 相比同期WT植株, 3、4和5周龄ftsh4-4突变体中过氧化物酶活性分别增加了约10倍、36倍和62倍(图1D)。以上结果表明, FtSH4突变能够诱导H2O2大量积累, 并且可能通过上调过 氧化物酶的活性参与对H2O2的调控, 进而影响叶片衰老。
图1https://www.chinbullbotany.com/article/2017/1674-3466/1674-3466-52-4-453/img_2.png<b>图1</b> <i>FtSH4</i>突变导致拟南芥叶片早衰^(A) <i>ftsh4-4</i>突变体表现出衰老表型(Bar=1 cm); (B) <i>ftsh4-4</i>突变体叶绿素含量降低; (C) <i>ftsh4-4</i>突变体相对电导率增加; (D) <i>ftsh4-4</i>突变体过氧化物酶活性增加。* 表示差异显著(<i>P</i><0.05); ** 表示差异极显著(<i>P</i><0.01) (Student’s<i> t-</i>test)。<br/><b>Figure 1</b> <i>FtSH4 </i>mutation causes leaf senescence of Arabi- dopsis^(A) The phenotype of premature senescence observed in the <i>ftsh4-4</i> mutant (Bar=1 cm); (B) The chlorophyll content decreased in <i>ftsh4-4</i> mutant; (C) The relative electrolytic leakage increased in <i>ftsh4-4</i> mutant; (D) The peroxidase activities increased in <i>ftsh4-4</i> mutant. * indicates significant difference at <i>P</i><0.05; ** indicates significant difference at <i>P</i><0.01 (Student’s<i> t-</i>test).
Figure 1https://www.chinbullbotany.com/article/2017/1674-3466/1674-3466-52-4-453/img_2.png<b>图1</b> <i>FtSH4</i>突变导致拟南芥叶片早衰^(A) <i>ftsh4-4</i>突变体表现出衰老表型(Bar=1 cm); (B) <i>ftsh4-4</i>突变体叶绿素含量降低; (C) <i>ftsh4-4</i>突变体相对电导率增加; (D) <i>ftsh4-4</i>突变体过氧化物酶活性增加。* 表示差异显著(<i>P</i><0.05); ** 表示差异极显著(<i>P</i><0.01) (Student’s<i> t-</i>test)。<br/><b>Figure 1</b> <i>FtSH4 </i>mutation causes leaf senescence of Arabi- dopsis^(A) The phenotype of premature senescence observed in the <i>ftsh4-4</i> mutant (Bar=1 cm); (B) The chlorophyll content decreased in <i>ftsh4-4</i> mutant; (C) The relative electrolytic leakage increased in <i>ftsh4-4</i> mutant; (D) The peroxidase activities increased in <i>ftsh4-4</i> mutant. * indicates significant difference at <i>P</i><0.05; ** indicates significant difference at <i>P</i><0.01 (Student’s<i> t-</i>test).


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图1
FtSH4突变导致拟南芥叶片早衰^(A) ftsh4-4突变体表现出衰老表型(Bar=1 cm); (B) ftsh4-4突变体叶绿素含量降低; (C) ftsh4-4突变体相对电导率增加; (D) ftsh4-4突变体过氧化物酶活性增加。* 表示差异显著(P<0.05); ** 表示差异极显著(P<0.01) (Student’s t-test)。
Figure 1
FtSH4 mutation causes leaf senescence of Arabi- dopsis^(A) The phenotype of premature senescence observed in the ftsh4-4 mutant (Bar=1 cm); (B) The chlorophyll content decreased in ftsh4-4 mutant; (C) The relative electrolytic leakage increased in ftsh4-4 mutant; (D) The peroxidase activities increased in ftsh4-4 mutant. * indicates significant difference at P<0.05; ** indicates significant difference at P<0.01 (Student’s t-test).



2.2 外施抗氧化剂能恢复ftsh4-4突变体叶片早衰表型为了进一步确定FtSH4突变后的早衰表型是由于H2O2含量升高导致细胞死亡而引起的, 我们又进行了外施H2O2清除剂处理实验。用30 mg∙L-1 AsA溶液处理2周龄拟南芥植株, 2周后能明显延缓ftsh4-4突变体的早衰表型(图2A)。对植株莲座叶进行DAB染色, 发现AsA处理后ftsh4-4突变体中H2O2含量明显比未处理植株少, 而WT、OV#9和HB植株处理前后则没有明显差异(图2B)。同时, 乳酚-台盼蓝染色结果显示, AsA处理后ftsh4-4突变体中细胞死亡数量明显减少(图2C)。以上结果表明, ftsh4-4突变体早衰表型是由于H2O2含量升高进而导致细胞死亡所引起的。我们进一步利用qRT-PCR分析了过氧化物酶基因在AsA处理前后植株莲座叶中的表达情况, 发现处理后PRX- 33和PRX37在ftsh4-4突变体中的表达分别下调了38.5%和74.3% (图2D)。以上结果表明, FtSH4通过介导PRX33和PRX37等过氧化物酶基因的表达来影响H2O2含量, 进而参与调控植物叶片衰老过程。
图2https://www.chinbullbotany.com/article/2017/1674-3466/1674-3466-52-4-453/img_3.png<b>图2</b> 外源抗氧化剂AsA能恢复拟南芥<i>ftsh4-4</i>突变体叶片衰老表型^(A) 外源AsA处理能恢复<i>ftsh4-4</i>突变体早衰表型(Bar=1 cm); (B) 外源AsA处理能降低<i>ftsh4-4</i>突变体中H<sub>2</sub>O<sub>2</sub>含量(Bar=1 cm); (C) 外源AsA处理能减少<i>ftsh4-4</i>突变体中细胞死亡数目(Bar=1 cm); (D) 外源AsA处理能降低<i>ftsh4-4</i>突变体中过氧化物酶基因的表达。* 表示差异显著(<i>P</i><0.05); ** 表示差异极显著(<i>P</i><0.01) (Student’s<i> t</i>-test)。<br/><b>Figure 2</b> Exogenous AsA rescued the leaf senescence phenotype of Arabidopsis<i> ftsh4-4 </i>mutant^(A) Exogenous AsA rescued the leaf senescence phenotype of <i>ftsh4-4 </i>mutant (Bar=1 cm); (B) Exogenous AsA reduced the H<sub>2</sub>O<sub>2</sub> level of <i>ftsh4-4 </i>mutant (Bar=1 cm); (C) Exogenous AsA reduced the cell death of <i>ftsh4-4 </i>mutant (Bar=1 cm); (D) Exogenous AsA reduced the expression of peroxidase genes in <i>ftsh4-4 </i>mutant. * indicates significant difference at <i>P</i><0.05; ** indicates significant difference at <i>P</i><0.01 (Student’s<i> t</i>-test).
Figure 2https://www.chinbullbotany.com/article/2017/1674-3466/1674-3466-52-4-453/img_3.png<b>图2</b> 外源抗氧化剂AsA能恢复拟南芥<i>ftsh4-4</i>突变体叶片衰老表型^(A) 外源AsA处理能恢复<i>ftsh4-4</i>突变体早衰表型(Bar=1 cm); (B) 外源AsA处理能降低<i>ftsh4-4</i>突变体中H<sub>2</sub>O<sub>2</sub>含量(Bar=1 cm); (C) 外源AsA处理能减少<i>ftsh4-4</i>突变体中细胞死亡数目(Bar=1 cm); (D) 外源AsA处理能降低<i>ftsh4-4</i>突变体中过氧化物酶基因的表达。* 表示差异显著(<i>P</i><0.05); ** 表示差异极显著(<i>P</i><0.01) (Student’s<i> t</i>-test)。<br/><b>Figure 2</b> Exogenous AsA rescued the leaf senescence phenotype of Arabidopsis<i> ftsh4-4 </i>mutant^(A) Exogenous AsA rescued the leaf senescence phenotype of <i>ftsh4-4 </i>mutant (Bar=1 cm); (B) Exogenous AsA reduced the H<sub>2</sub>O<sub>2</sub> level of <i>ftsh4-4 </i>mutant (Bar=1 cm); (C) Exogenous AsA reduced the cell death of <i>ftsh4-4 </i>mutant (Bar=1 cm); (D) Exogenous AsA reduced the expression of peroxidase genes in <i>ftsh4-4 </i>mutant. * indicates significant difference at <i>P</i><0.05; ** indicates significant difference at <i>P</i><0.01 (Student’s<i> t</i>-test).


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图2
外源抗氧化剂AsA能恢复拟南芥ftsh4-4突变体叶片衰老表型^(A) 外源AsA处理能恢复ftsh4-4突变体早衰表型(Bar=1 cm); (B) 外源AsA处理能降低ftsh4-4突变体中H2O2含量(Bar=1 cm); (C) 外源AsA处理能减少ftsh4-4突变体中细胞死亡数目(Bar=1 cm); (D) 外源AsA处理能降低ftsh4-4突变体中过氧化物酶基因的表达。* 表示差异显著(P<0.05); ** 表示差异极显著(P<0.01) (Student’s t-test)。
Figure 2
Exogenous AsA rescued the leaf senescence phenotype of Arabidopsis ftsh4-4 mutant^(A) Exogenous AsA rescued the leaf senescence phenotype of ftsh4-4 mutant (Bar=1 cm); (B) Exogenous AsA reduced the H2O2 level of ftsh4-4 mutant (Bar=1 cm); (C) Exogenous AsA reduced the cell death of ftsh4-4 mutant (Bar=1 cm); (D) Exogenous AsA reduced the expression of peroxidase genes in ftsh4-4 mutant. * indicates significant difference at P<0.05; ** indicates significant difference at P<0.01 (Student’s t-test).



2.3 生长素能恢复ftsh4-4突变体叶片早衰表型前期研究表明, 与野生型相比, ftsh4-4突变体中IAA含量减少(Zhang et al., 2014)。为了验证ftsh4-4突变体的早衰表型是否是由植物体内IAA含量减少所引起的, 我们利用外源生长素处理ftsh4-4突变体。结果发现, 外源生长素能明显延缓ftsh4-4突变体的早衰表型(图3A)。对IAA处理2周后的莲座叶进行乳酚-台盼蓝染色, 结果显示, 10 µmol∙L-1 IAA处理后ftsh4-4突变体中细胞死亡数目明显比未处理植株少, 而WT、OV#9和HB植株处理前后没有明显差异(图3B)。结果表明生长素在FtSH4介导的植物叶片衰老调控中发挥重要作用。
图3https://www.chinbullbotany.com/article/2017/1674-3466/1674-3466-52-4-453/img_4.png<b>图3</b> 外源生长素(IAA)能恢复拟南芥<i>ftsh4-4</i>突变体早衰表型^(A) 外源IAA处理能恢复<i>ftsh4-4</i>突变体早衰表型(Bar=1 cm); (B) 外源IAA处理能减少<i>ftsh4-4</i>突变体中细胞死亡数目<br/><b>Figure 3</b> Exogenous IAA restored the leaf senescence phenotype of Arabidopsis <i>ftsh4-4</i> mutant^(A) Exogenous IAA restored the leaf senescence phenotype of <i>ftsh4-4</i> mutant (Bar=1 cm); (B) Exogenous IAA reduced the cell death of <i>ftsh4-4 </i>mutant
Figure 3https://www.chinbullbotany.com/article/2017/1674-3466/1674-3466-52-4-453/img_4.png<b>图3</b> 外源生长素(IAA)能恢复拟南芥<i>ftsh4-4</i>突变体早衰表型^(A) 外源IAA处理能恢复<i>ftsh4-4</i>突变体早衰表型(Bar=1 cm); (B) 外源IAA处理能减少<i>ftsh4-4</i>突变体中细胞死亡数目<br/><b>Figure 3</b> Exogenous IAA restored the leaf senescence phenotype of Arabidopsis <i>ftsh4-4</i> mutant^(A) Exogenous IAA restored the leaf senescence phenotype of <i>ftsh4-4</i> mutant (Bar=1 cm); (B) Exogenous IAA reduced the cell death of <i>ftsh4-4 </i>mutant


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图3
外源生长素(IAA)能恢复拟南芥ftsh4-4突变体早衰表型^(A) 外源IAA处理能恢复ftsh4-4突变体早衰表型(Bar=1 cm); (B) 外源IAA处理能减少ftsh4-4突变体中细胞死亡数目
Figure 3
Exogenous IAA restored the leaf senescence phenotype of Arabidopsis ftsh4-4 mutant^(A) Exogenous IAA restored the leaf senescence phenotype of ftsh4-4 mutant (Bar=1 cm); (B) Exogenous IAA reduced the cell death of ftsh4-4 mutant


为了进一步确定ftsh4-4突变体表现出的早衰表型是由IAA含量减少引起的, 我们构建了iaaM-ftsh4-4转基因植株(Zhang et al., 2014)。iaaM编码色氨酸单加氧酶(IAAM), IAAM是生长素合成途径吲哚乙酰胺途径中的关键酶, 能催化色氨酸转化为吲哚乙酰胺(IAM), 随后IAM再通过吲哚乙酰胺水解酶(IAAH)水解成IAA (Camilleri and Jouanin, 1991; Romano et al., 1995)。与ftsh4-4突变体相比, iaaM-ftsh4-4转基因植株中内源IAA含量增加(Zhang et al., 2014)。iaaM-ftsh4-4能恢复ftsh4-4突变体的叶片早衰表型, 表现出与WT一致的表型(图4A)。对4周龄拟南芥植株莲座叶进行乳酚-台盼蓝染色, 结果显示, 与ftsh4-4突变体相比, iaaM-ftsh4-4转基因植物细胞死亡数目明显减少(图4B), 并且iaaM-ftsh4-4植株的叶绿素 含量(图4C)及相对电导率(图4D)等衰老生理指标均 恢复到与野生型相同的正常水平。我们还利用qRT- PCR检测了生长4周的WT、ftsh4-4和iaaM-ftsh4-4植株莲座叶中衰老相关标记基因SAG12、SAG13、SAG101、SEN1及SEN4的表达水平, 发现与WT相比, ftsh4-4突变体植株莲座叶中SAG12、SAG13、SEN1及SEN4表达量分别增加了440倍、4.2倍、3.7倍和1.3倍, 而iaaM-ftsh4-4能明显将ftsh4-4突变体中SAG12、SAG13、SEN1及SEN4的表达水平降低到WT水平(图4E)。以上结果表明, 增加内源生长素含量能恢复ftsh4-4突变体的早衰表型, 即ftsh4-4突变体表现出的早衰表型确实是由于IAA含量减少引起的。
图4https://www.chinbullbotany.com/article/2017/1674-3466/1674-3466-52-4-453/img_5.png<b>图4</b> 增加内源生长素含量能恢复拟南芥<i>ftsh4-4</i>突变体早衰表型^(A) 增加内源IAA含量能恢复<i>ftsh4-4</i>突变体早衰表型(Bar=1 cm); (B) <i>iaaM-ftsh4-4</i>中细胞死亡数目减少(Bar=1 cm); (C) <i>iaaM-ftsh4-4</i>中叶绿素含量恢复到WT水平; (D) <i>iaaM-ftsh4-4</i>中相对电导率恢复到WT水平; (E) 内源激素降低<i>ftsh4-4</i>突变体中衰老基因<i>SAG12</i>、<i>SAG13</i>、<i>SAG101</i>、<i>SEN1</i>及<i>SEN4</i>的表达。* 表示差异显著(<i>P</i><0.05); ** 表示差异极显著(<i>P</i><0.01) (Student’s<i> t</i>-test)。<br/><b>Figure 4</b> Increasing endogenous IAA restored the leaf senescence phenotype of Arabidopsis<i> ftsh4-4</i> mutant^(A) Increasing endogenous IAA restored the leaf senescence phenotype of <i>ftsh4-4</i> mutant (Bar=1 cm); (B) Cell death decreased in <i>iaaM-ftsh4-4</i> (Bar=1 cm); (C) The chlorophyll content of <i>iaaM-ftsh4-4</i> transgeneic line restored to the wild type level; (D) The relative electrolytic leakage of <i>iaaM- ftsh4-4</i> transgeneic line restored to the wild type level; (E) Endogenous IAA decreased the expression of senescence-associated genes <i>SAG12</i>,<i> SAG13</i>, <i>SAG101</i>,<i> SEN1</i> and <i>SEN4</i> in <i>ftsh4-4</i> mutant. * indicates significant difference at <i>P</i><0.05; ** indicates significant difference at <i>P</i><0.01 (Student’s<i> t</i>-test).
Figure 4https://www.chinbullbotany.com/article/2017/1674-3466/1674-3466-52-4-453/img_5.png<b>图4</b> 增加内源生长素含量能恢复拟南芥<i>ftsh4-4</i>突变体早衰表型^(A) 增加内源IAA含量能恢复<i>ftsh4-4</i>突变体早衰表型(Bar=1 cm); (B) <i>iaaM-ftsh4-4</i>中细胞死亡数目减少(Bar=1 cm); (C) <i>iaaM-ftsh4-4</i>中叶绿素含量恢复到WT水平; (D) <i>iaaM-ftsh4-4</i>中相对电导率恢复到WT水平; (E) 内源激素降低<i>ftsh4-4</i>突变体中衰老基因<i>SAG12</i>、<i>SAG13</i>、<i>SAG101</i>、<i>SEN1</i>及<i>SEN4</i>的表达。* 表示差异显著(<i>P</i><0.05); ** 表示差异极显著(<i>P</i><0.01) (Student’s<i> t</i>-test)。<br/><b>Figure 4</b> Increasing endogenous IAA restored the leaf senescence phenotype of Arabidopsis<i> ftsh4-4</i> mutant^(A) Increasing endogenous IAA restored the leaf senescence phenotype of <i>ftsh4-4</i> mutant (Bar=1 cm); (B) Cell death decreased in <i>iaaM-ftsh4-4</i> (Bar=1 cm); (C) The chlorophyll content of <i>iaaM-ftsh4-4</i> transgeneic line restored to the wild type level; (D) The relative electrolytic leakage of <i>iaaM- ftsh4-4</i> transgeneic line restored to the wild type level; (E) Endogenous IAA decreased the expression of senescence-associated genes <i>SAG12</i>,<i> SAG13</i>, <i>SAG101</i>,<i> SEN1</i> and <i>SEN4</i> in <i>ftsh4-4</i> mutant. * indicates significant difference at <i>P</i><0.05; ** indicates significant difference at <i>P</i><0.01 (Student’s<i> t</i>-test).


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图4
增加内源生长素含量能恢复拟南芥ftsh4-4突变体早衰表型^(A) 增加内源IAA含量能恢复ftsh4-4突变体早衰表型(Bar=1 cm); (B) iaaM-ftsh4-4中细胞死亡数目减少(Bar=1 cm); (C) iaaM-ftsh4-4中叶绿素含量恢复到WT水平; (D) iaaM-ftsh4-4中相对电导率恢复到WT水平; (E) 内源激素降低ftsh4-4突变体中衰老基因SAG12、SAG13、SAG101、SEN1及SEN4的表达。* 表示差异显著(P<0.05); ** 表示差异极显著(P<0.01) (Student’s t-test)。
Figure 4
Increasing endogenous IAA restored the leaf senescence phenotype of Arabidopsis ftsh4-4 mutant^(A) Increasing endogenous IAA restored the leaf senescence phenotype of ftsh4-4 mutant (Bar=1 cm); (B) Cell death decreased in iaaM-ftsh4-4 (Bar=1 cm); (C) The chlorophyll content of iaaM-ftsh4-4 transgeneic line restored to the wild type level; (D) The relative electrolytic leakage of iaaM- ftsh4-4 transgeneic line restored to the wild type level; (E) Endogenous IAA decreased the expression of senescence-associated genes SAG12, SAG13, SAG101, SEN1 and SEN4 in ftsh4-4 mutant. * indicates significant difference at P<0.05; ** indicates significant difference at P<0.01 (Student’s t-test).



2.4 ARF2参与FtSH4介导的植物叶片衰老过程为了分析ftsh4-4突变体出现的早衰表型是否与生长素响应因子ARF有关, 我们利用qRT-PCR技术检测了ARF2和ARF7在ftsh4-4突变体莲座叶中的表达变化。在3周龄植物中, ARF2和ARF7在ftsh4-4中的表达明显比WT高(图5A)。为了进一步探明ftsh4-4突变体的早衰表型是否是由于ARF2和ARF7表达异常所致, 我们检测了10 µmol∙L-1 IAA和30 mg∙L-1 AsA处理后不同FtSH4基因型植株莲座叶中ARF2和ARF7的表达变化。结果表明, IAA或者AsA处理后, ftsh4-4突变体莲座叶中ARF2和ARF7的表达与其它基因型植物相比没有明显差异(图5A)。由此推测, 生长素响应因子基因ARF2和ARF7可能参与了FtSH4介导的植物叶片衰老过程。
图5https://www.chinbullbotany.com/article/2017/1674-3466/1674-3466-52-4-453/img_6.png<b>图5</b> <i>ARF2</i>参与<i>FtSH4</i>介导的拟南芥叶片衰老过程^(A) 生长素响应因子基因<i>ARF2</i>和<i>ARF7</i>在<i>ftsh4-4</i>中上调表达并受外源IAA和AsA抑制; (B) <i>ARF2</i>突变抑制了<i>ftsh4-4</i>的叶片衰老(Bar=1 cm); (C) <i>ARF2</i>突变使<i>ftsh4-4</i>中细胞死亡数目减少(Bar=1 cm); (D) <i>ARF2</i>突变使<i>ftsh4-4</i>中叶绿素含量增加; (E) <i>ARF2</i>突变使<i>ftsh4-4</i>中相对电导率降低; (F) <i>ARF2</i>突变使<i>ftsh4-4</i>中衰老相关标记基因<i>SAG12</i>、<i>SAG13</i>、<i>SAG101</i>、<i>SEN1</i>及<i>SEN4</i>下调表达。* 表示差异显著(<i>P</i><0.05); ** 表示差异极显著(<i>P</i><0.01) (Student’s<i> t</i>-test)。<br/><b>Figure 5</b> <i>ARF2 </i>is involved in <i>FtSH4</i>-mediated leaf senescence of Arabidopsis^(A) The expression levels of <i>ARF2</i> and <i>ARF7</i> increased in the <i>ftsh4-4</i> and were inhibited by the exogenous IAA and AsA; (B) <i>ARF2</i> mutation rescued the leaf senescence of <i>ftsh4-4 </i>mutant (Bar=1 cm); (C)<i> ARF2</i> mutation reduced the cell death of<i> ftsh4-4 </i>mutant (Bar=1 cm); (D) <i>ARF2</i> mutation increased the chlorophyll content of<i> ftsh4-4 </i>mutant; (E)<i> ARF2</i> mutation reduced the relative electrolytic leakage of<i> ftsh4-4 </i>mutant; (F) <i>ARF2</i> mutation reduced the expression of senescence-associated genes <i>SAG12</i>, <i>SAG13</i>, <i>SAG101</i>, <i>SEN1</i> and <i>SEN4</i>. * indicates significant difference at <i>P</i><0.05; ** indicates significant difference at <i>P</i><0.01 (Student’s<i> t</i>-test).
Figure 5https://www.chinbullbotany.com/article/2017/1674-3466/1674-3466-52-4-453/img_6.png<b>图5</b> <i>ARF2</i>参与<i>FtSH4</i>介导的拟南芥叶片衰老过程^(A) 生长素响应因子基因<i>ARF2</i>和<i>ARF7</i>在<i>ftsh4-4</i>中上调表达并受外源IAA和AsA抑制; (B) <i>ARF2</i>突变抑制了<i>ftsh4-4</i>的叶片衰老(Bar=1 cm); (C) <i>ARF2</i>突变使<i>ftsh4-4</i>中细胞死亡数目减少(Bar=1 cm); (D) <i>ARF2</i>突变使<i>ftsh4-4</i>中叶绿素含量增加; (E) <i>ARF2</i>突变使<i>ftsh4-4</i>中相对电导率降低; (F) <i>ARF2</i>突变使<i>ftsh4-4</i>中衰老相关标记基因<i>SAG12</i>、<i>SAG13</i>、<i>SAG101</i>、<i>SEN1</i>及<i>SEN4</i>下调表达。* 表示差异显著(<i>P</i><0.05); ** 表示差异极显著(<i>P</i><0.01) (Student’s<i> t</i>-test)。<br/><b>Figure 5</b> <i>ARF2 </i>is involved in <i>FtSH4</i>-mediated leaf senescence of Arabidopsis^(A) The expression levels of <i>ARF2</i> and <i>ARF7</i> increased in the <i>ftsh4-4</i> and were inhibited by the exogenous IAA and AsA; (B) <i>ARF2</i> mutation rescued the leaf senescence of <i>ftsh4-4 </i>mutant (Bar=1 cm); (C)<i> ARF2</i> mutation reduced the cell death of<i> ftsh4-4 </i>mutant (Bar=1 cm); (D) <i>ARF2</i> mutation increased the chlorophyll content of<i> ftsh4-4 </i>mutant; (E)<i> ARF2</i> mutation reduced the relative electrolytic leakage of<i> ftsh4-4 </i>mutant; (F) <i>ARF2</i> mutation reduced the expression of senescence-associated genes <i>SAG12</i>, <i>SAG13</i>, <i>SAG101</i>, <i>SEN1</i> and <i>SEN4</i>. * indicates significant difference at <i>P</i><0.05; ** indicates significant difference at <i>P</i><0.01 (Student’s<i> t</i>-test).


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图5
ARF2参与FtSH4介导的拟南芥叶片衰老过程^(A) 生长素响应因子基因ARF2和ARF7在ftsh4-4中上调表达并受外源IAA和AsA抑制; (B) ARF2突变抑制了ftsh4-4的叶片衰老(Bar=1 cm); (C) ARF2突变使ftsh4-4中细胞死亡数目减少(Bar=1 cm); (D) ARF2突变使ftsh4-4中叶绿素含量增加; (E) ARF2突变使ftsh4-4中相对电导率降低; (F) ARF2突变使ftsh4-4中衰老相关标记基因SAG12、SAG13、SAG101、SEN1及SEN4下调表达。* 表示差异显著(P<0.05); ** 表示差异极显著(P<0.01) (Student’s t-test)。
Figure 5
ARF2 is involved in FtSH4-mediated leaf senescence of Arabidopsis^(A) The expression levels of ARF2 and ARF7 increased in the ftsh4-4 and were inhibited by the exogenous IAA and AsA; (B) ARF2 mutation rescued the leaf senescence of ftsh4-4 mutant (Bar=1 cm); (C) ARF2 mutation reduced the cell death of ftsh4-4 mutant (Bar=1 cm); (D) ARF2 mutation increased the chlorophyll content of ftsh4-4 mutant; (E) ARF2 mutation reduced the relative electrolytic leakage of ftsh4-4 mutant; (F) ARF2 mutation reduced the expression of senescence-associated genes SAG12, SAG13, SAG101, SEN1 and SEN4. * indicates significant difference at P<0.05; ** indicates significant difference at P<0.01 (Student’s t-test).


为了明确生长素响应因子基因是否确实参与FtSH4介导的植物叶片衰老过程, 我们进一步构建了arf2和ftsh4-4的双突变体arf2-8/ftsh4-4并对其衰老表型进行了分析。结果发现arf2-8/ftsh4-4双突变体能恢复ftsh4-4的早衰表型(图5B); 对长日照条件下生长4周的WT、ftsh4-4、arf2-8及arf2-8/ftsh4-4植株莲座叶进行乳酚-台盼蓝染色, 发现arf2-8/ftsh4-4双突变体中细胞死亡数目明显比ftsh4-4少(图5C)。叶绿素含量及相对电导率测定结果显示, arf2-8能够将ftsh4-4突变体中叶绿素含量(图5D)和相对电导率(图5E)恢复到WT水平。为了进一步确定arf2-8确实恢复了ftsh4-4早衰表型, 我们利用qRT-PCR检测了长日照条件下生长4周的WT、arf2-8、ftsh4-4及arf2-8/ftsh4-4植株莲座叶中衰老相关基因SAG12、SAG13、SAG101、SEN1及SEN4的表达水平, 结果显示, arf2-8/ftsh4-4中SAG12、SAG13、SEN1及SEN4的表达量降低至WT水平(图5F), 这表明生长素响应因子基因ARF2确实参与了FtSH4介导的植物叶片衰老过程。

2.5 生长素通过ARF2和H2O2调控ftsh4-4突变体叶片衰老为了探究ARF2是否通过H2O2介导了FtSH4对叶片衰老的调控, 我们分析了arf2-8/ftsh4-4双突变体中H2O2含量。对4周龄植株进行DAB染色, 结果显示, 与ftsh4-4突变体相比, arf2-8/ftsh4-4双突变体中H2O2含量明显减少(图6A)。同时, WT、ftsh4-4、arf2-8及arf2-8/ftsh4-4植株过氧化物酶活性检测结果表明, 相比同期WT植株, ftsh4-4突变体中过氧化物酶活性增加了约41倍, 而arf2-8/ftsh4-4双突变体中过氧化物酶活性与WT基本一致(图6B)。这表明ARF2可能通过H2O2介导FtSH4对叶片衰老的调控。
图6https://www.chinbullbotany.com/article/2017/1674-3466/1674-3466-52-4-453/img_7.png<b>图6</b> 生长素处理降低拟南芥<i>ftsh4-4</i>突变体中H<sub>2</sub>O<sub>2</sub>含量和过氧化物酶活性^(A) <i>ARF2</i>突变使<i>ftsh4-4</i>中H<sub>2</sub>O<sub>2</sub>含量减少(Bar=1 cm); (B) <i>ARF2</i>突变使<i>ftsh4-4</i>中过氧化物酶活性降低; (C)外施生长素能降低<i>ftsh4-4</i>突变体中H<sub>2</sub>O<sub>2</sub>含量(Bar=1 cm); (D) 增加内源生长素含量能降低<i>ftsh4-4</i>突变体中H<sub>2</sub>O<sub>2</sub>含量(Bar=1 cm); (E) 增加内源生长素含量能降低<i>ftsh4-4</i>突变体中过氧化物酶活性; (F) 外源生长素处理降低<i>ftsh4-4</i>突变体中过氧化物酶基因的表达。* 表示差异显著(<i>P</i><0.05); ** 表示差异极显著(<i>P</i><0.01) (Student’s<i> t</i>-test)。<br/><b>Figure 6</b> IAA treatment reduces the H<sub>2</sub>O<sub>2</sub> level and peroxidase activities of Arabidopsis <i>ftsh4-4</i> mutant^(A)<i> ARF2</i> mutation reduced the H<sub>2</sub>O<sub>2</sub> level of<i> ftsh4-4 </i>mutant (Bar=1 cm); (B) <i>ARF2</i> mutation reduced the peroxidase activities of<i> ftsh4-4 </i>mutant; (C) Exogenous IAA rescued the H<sub>2</sub>O<sub>2</sub> level of <i>ftsh4-4 </i>mutant (Bar=1 cm); (D) Increasing endogenous IAA reduced the H<sub>2</sub>O<sub>2</sub> level of <i>ftsh4-4 </i>mutant (Bar=1 cm); (E) Increasing endogenous IAA reduced the peroxidase activities of <i>ftsh4-4 </i>mutant; (F) Exogenous IAA reduced the peroxidase genes expression of <i>ftsh4-4</i> mutant. * indicates significant difference at <i>P</i><0.05; ** indicates significant difference at <i>P</i><0.01 (Student’s<i> t</i>-test).
Figure 6https://www.chinbullbotany.com/article/2017/1674-3466/1674-3466-52-4-453/img_7.png<b>图6</b> 生长素处理降低拟南芥<i>ftsh4-4</i>突变体中H<sub>2</sub>O<sub>2</sub>含量和过氧化物酶活性^(A) <i>ARF2</i>突变使<i>ftsh4-4</i>中H<sub>2</sub>O<sub>2</sub>含量减少(Bar=1 cm); (B) <i>ARF2</i>突变使<i>ftsh4-4</i>中过氧化物酶活性降低; (C)外施生长素能降低<i>ftsh4-4</i>突变体中H<sub>2</sub>O<sub>2</sub>含量(Bar=1 cm); (D) 增加内源生长素含量能降低<i>ftsh4-4</i>突变体中H<sub>2</sub>O<sub>2</sub>含量(Bar=1 cm); (E) 增加内源生长素含量能降低<i>ftsh4-4</i>突变体中过氧化物酶活性; (F) 外源生长素处理降低<i>ftsh4-4</i>突变体中过氧化物酶基因的表达。* 表示差异显著(<i>P</i><0.05); ** 表示差异极显著(<i>P</i><0.01) (Student’s<i> t</i>-test)。<br/><b>Figure 6</b> IAA treatment reduces the H<sub>2</sub>O<sub>2</sub> level and peroxidase activities of Arabidopsis <i>ftsh4-4</i> mutant^(A)<i> ARF2</i> mutation reduced the H<sub>2</sub>O<sub>2</sub> level of<i> ftsh4-4 </i>mutant (Bar=1 cm); (B) <i>ARF2</i> mutation reduced the peroxidase activities of<i> ftsh4-4 </i>mutant; (C) Exogenous IAA rescued the H<sub>2</sub>O<sub>2</sub> level of <i>ftsh4-4 </i>mutant (Bar=1 cm); (D) Increasing endogenous IAA reduced the H<sub>2</sub>O<sub>2</sub> level of <i>ftsh4-4 </i>mutant (Bar=1 cm); (E) Increasing endogenous IAA reduced the peroxidase activities of <i>ftsh4-4 </i>mutant; (F) Exogenous IAA reduced the peroxidase genes expression of <i>ftsh4-4</i> mutant. * indicates significant difference at <i>P</i><0.05; ** indicates significant difference at <i>P</i><0.01 (Student’s<i> t</i>-test).


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图6
生长素处理降低拟南芥ftsh4-4突变体中H2O2含量和过氧化物酶活性^(A) ARF2突变使ftsh4-4中H2O2含量减少(Bar=1 cm); (B) ARF2突变使ftsh4-4中过氧化物酶活性降低; (C)外施生长素能降低ftsh4-4突变体中H2O2含量(Bar=1 cm); (D) 增加内源生长素含量能降低ftsh4-4突变体中H2O2含量(Bar=1 cm); (E) 增加内源生长素含量能降低ftsh4-4突变体中过氧化物酶活性; (F) 外源生长素处理降低ftsh4-4突变体中过氧化物酶基因的表达。* 表示差异显著(P<0.05); ** 表示差异极显著(P<0.01) (Student’s t-test)。
Figure 6
IAA treatment reduces the H2O2 level and peroxidase activities of Arabidopsis ftsh4-4 mutant^(A) ARF2 mutation reduced the H2O2 level of ftsh4-4 mutant (Bar=1 cm); (B) ARF2 mutation reduced the peroxidase activities of ftsh4-4 mutant; (C) Exogenous IAA rescued the H2O2 level of ftsh4-4 mutant (Bar=1 cm); (D) Increasing endogenous IAA reduced the H2O2 level of ftsh4-4 mutant (Bar=1 cm); (E) Increasing endogenous IAA reduced the peroxidase activities of ftsh4-4 mutant; (F) Exogenous IAA reduced the peroxidase genes expression of ftsh4-4 mutant. * indicates significant difference at P<0.05; ** indicates significant difference at P<0.01 (Student’s t-test).


为了进一步研究生长素能否调控ftsh4-4突变体中的H2O2含量, 我们又检测了外源IAA处理后ftsh4-4突变体植株中H2O2的含量变化。DAB染色结果显示, 外施生长素能明显降低ftsh4-4突变体中的H2O2含量(图6C)。同时也检测了iaaM-ftsh4-4转基因植株中H2O2的含量变化, DAB染色结果表明, 增加内源生长素含量也能明显降低ftsh4-4突变体中H2O2含量(图6D)。iaaM-ftsh4-4转基因植株过氧化物酶活性检测结果表明, 相比同期WT植株, ftsh4-4突变体中过氧化物酶活性增加了约35.7倍, 而iaaM-ftsh4-4转基因植株中过氧化物酶活性基本与WT植株一致(图6E)。此外, 我们还分析了过氧化物酶基因PRX33和PRX37的表达, 发现IAA处理能明显降低ftsh4-4突变体中PRX33和PRX37的表达水平(图6F), 处理后PRX33和PRX37在ftsh4-4突变体中的表达分别下调了32.4%和58.3%。以上结果进一步确定了生长素能够通过降低ftsh4-4突变体中H2O2的含量以及过氧化物酶的活性来调控叶片衰老。

3 讨论目前, 关于拟南芥FtSH蛋白酶功能的研究主要集中在定位于叶绿体的FtSH蛋白, 而线粒体定位的FtSH蛋白酶的具体功能及其分子机制还不清楚。FtSH1通过清除D1片段调节光系统II的降解(Malnoe et al., 2014)。FtSH2和FtSH5参与类囊体蛋白质的降解及质体发育过程, 2个基因的功能缺失会引起光保护机制的破坏和内囊体的发育异常, 并导致叶斑表型(Saka- moto et al., 2002)。FtSH8和FtSH1分别与FtSH2和FtSH5存在功能冗余, 且FtSH2/FtSH8以及FtSH5/ FtSH1形成的复合体参与了光系统II反应中心蛋白D1的降解(Kato et al., 2009)。2个不同的ftsh11突变体均表现出热敏感, 表明FtSH11可能在应对高温胁迫中发挥重要作用(Chen et al., 2006)。相比其它类型的FtSH蛋白, FtSH2、3、5、10、11在植物生长发育及对环境的适应性中表现出更为重要的作用(Wagner et al., 2011)。线粒体定位的FtSH3和FtSH10通过影响氧化磷酸化途径中相关复合体的活性来调控植物的正常发育(Piechota et al., 2010)。在短日照条件下, 线粒体定位的FtSH4蛋白酶缺失突变体ftsh4-1中ROS (H2O2)含量增加, 造成拟南芥莲座叶形态发生改变(Gibala et al., 2009), 并且FtSH4能够通过影响过氧化物酶的积累来调控生长素的体内平衡, 进而调控拟南芥的株型(Zhang et al., 2014)。
本研究表明, FtSH4基因插入突变体ftsh4-4在长日照条件下具有早衰表型, 且其叶片早衰表型能够被外源生长素所抑制, 提示FtSH4可能通过生长素正调控植物叶片衰老过程。生长素在调控植物叶片衰老中的功能一直存在争议。有研究认为, 生长素能促进植物叶片衰老。例如, 大豆(Glycine max)中衰老相关受体类激酶(GmSARK)的表达受到生长素的诱导, Gm- SARK在拟南芥中过量表达能够诱导植物叶片早衰, 生长素缺失突变体能延缓GmSARK过量表达植株的早衰表型(Xu et al., 2011); 拟南芥中受生长素诱导表达的基因SAUR36能够促进植物叶片衰老, SAUR- 36在衰老叶片中表达明显升高, 其功能缺失突变体表现出衰老延缓表型, 而过量表达植株则表现出早衰表型(Hou et al., 2013)。另有研究则认为, 生长素能够抑制植物叶片衰老。例如, 拟南芥黄素单氧合酶基因YUCCA6过量表达植株35S:YUC6和激活突变体yuc6-1D植株中自由生长素含量增加, 能够延缓黑暗诱导的叶片衰老, 降低衰老相关标记基因SAG12的表达(Kim et al., 2011); SAUR39过量表达能导致植物体内生长素含量减少并且表现出早衰表型(Kant et al., 2009); 拟南芥生长素响应因子ARF2缺失突变体的莲座叶表现出衰老延缓表型(Ellis et al., 2005; Lim et al., 2010)。此外, 生长素响应因子基因ARF1、ARF7以及ARF19也可促进叶片衰老(Li et al., 2012)。本研究表明, 在ftsh4-4突变体中突变ARF2后能够恢复ftsh4-4的早衰表型, 表明ftsh4-4的叶片早衰表型也是由于高水平表达ARF2造成的。
植物通过各种机制调控体内IAA的平衡, 如生长素的生物合成、降解和转运以及IAA的氧化(Meudt and Gaines, 1967; Woodward and Bartel, 2005)。许多研究认为, ROS是植物以及其它生物不同代谢过程中的重要信号分子, 可与植物激素及其它信号分子相互作用, 参与病原体防御、非生物胁迫耐受、气孔调节、发育、生长以及细胞增殖等代谢过程(Blomster et al., 2011; Suzuki et al., 2011; Sierla et al., 2013)。生物/非生物胁迫能诱导植物体ROS的产生, 增加的ROS能改变体内生长素平衡, 进而导致植株株型发生变化(Potters et al., 2007)。ROS不仅可通过调节参与生长素合成的相关酶活性来影响生长素的体内平衡, 同时也可以通过依赖H2O2产生的过氧化物酶氧化降解生长素(Ljung et al., 2002)。植物过氧化物酶具有生长素氧化酶活性, 能够催化IAA与氧分子发生氧化反应, 从而氧化IAA (Savitsky et al., 1999)。另外, H2O2也能够氧化植物体内的IAA, 催化其降解, 进而扰乱植物体内生长素的稳态平衡(Gazarian et al., 1998); 同时, H2O2能通过激活拟南芥中特殊的促分裂原活化蛋白激酶ANP1来抑制生长素活性(Ko- vtun et al., 2000); 而且H2O2能够以依赖蛋白酶体的方式调节MAPK级联信号, 降低生长素信号途径相关基因的表达, 从而负调控植物生长素信号途径(Naka- gami et al., 2006)。拟南芥ntra/ntrb/cad2三突变体中ROS清除剂硫氧还蛋白和谷胱甘肽的含量降低, ROS含量升高, 内源生长素含量减少且表现出生长素缺陷相关表型(Bashandy et al., 2010)。外源ROS处理能短暂地抑制拟南芥中的生长素信号, 且引发胁迫诱导的表型响应(Blomster et al., 2011)。拟南芥线粒体产生的ROS能介导ABA和生长素相互作用, 调控主根生长和种子萌发(He et al., 2012)。ftsh4-4突变体中有大量的H2O2积累, 过氧化物酶相关基因PRX33及PRX37的表达明显上调且过氧化物酶活性明显增强, 外施抗氧化剂能够抑制ftsh4-4突变体中的早衰表型。结合外源或者内源生长素均能恢复ftsh4-4的衰老表型, 暗示外源抗氧化剂可能是通过降低突变体内的ROS含量及过氧化物酶的活性, 进而恢复ftsh4-4体内的生长素水平并抑制ftsh4-4叶片的衰老。也有研究显示, 植物氧化胁迫相关基因的表达受到生长素的调控(Huang et al., 2008), 生长素能够调节植物体内抗氧化酶的含量(Joo et al., 2001)。本研究还表明, 外源生长素处理或者提高内源生长素后不仅恢复了ftsh4-4突变体的表型, 而且降低了ftsh4-4突变体植株中H2O2含量以及过氧化物酶活性, 暗示着生长素在维持植物体内氧化还原平衡中可能也起重要作用。生长素如何调控植物体内ROS的含量是一个非常有趣的科学问题。在ftsh4-4中, 由于ARF2突变能够降低ftsh4-4的H2O2含量, 因此生长素很有可能是通过诸如ARF2等生长素响应因子来调控植物体内的ROS含量。
结合本研究以及已报道的ROS和生长素相互作用的相关研究结果, 我们推测在ftsh4-4突变体中, ROS和生长素两者之间很有可能形成一个调节环, 即FtSH4的突变导致植物体内ROS含量的升高, ROS能够通过诱导过氧化物酶的产生来抑制生长素的合成, 导致生长素含量的降低以及生长素响应因子表达量的升高, 从而诱导植物的叶片衰老; 同时, 高水平表达的生长素响应因子基因ARF2等能够进一步促进ROS的产生, 外源生长素能够通过抑制ARF2的表达来抑制ROS的含量, 进而抑制植物的叶片衰老。在后续研究中, 可利用蛋白质组学方法发现FtSH4的相互作用蛋白及靶蛋白, 将为解析FtSH4在调控叶片衰老中的功能提供更多线索; 同时, 深入研究生长素响应因子在ROS信号途径中的功能将为详细阐明生长素和ROS相互作用调控植物生长发育的分子机制提供坚实的理论支撑。

The authors have declared that no competing interests exist.

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1
1949

... 叶绿素含量测定参照Arnon (1949)的方法并略有改动.选取长日照条件下不同生长时期(3、4和5周)的野生型(WT)、ftsh4-4、FtSH4过量表达(OV#9)和ftsh4-4互补(HB)植株莲座叶(第6、7片莲座叶), 每份材料快速称取0.1 g (至少设置3组重复), 加2 mL预冷的80%丙酮研磨后, 置于10 mL刻度试管中, 再加预冷的80%丙酮至10 mL, 加塞置4°C避光条件下浸提12-24小时, 至叶片全部褪绿为止, 此液即为叶绿素提取液.取光径为1 cm的比色杯, 加入3 mL叶绿素提取液, 以80%丙酮作为对照, 分别于663 nm及645 nm波长下测定吸光度(A值).将测定得到的吸光度 A663、A645值带入以下公式, 计算出叶绿素a、b及叶绿素总含量. ...

1
2010

... 植物通过各种机制调控体内IAA的平衡, 如生长素的生物合成、降解和转运以及IAA的氧化(Meudt and Gaines, 1967; Woodward and Bartel, 2005).许多研究认为, ROS是植物以及其它生物不同代谢过程中的重要信号分子, 可与植物激素及其它信号分子相互作用, 参与病原体防御、非生物胁迫耐受、气孔调节、发育、生长以及细胞增殖等代谢过程(Blomster et al., 2011; Suzuki et al., 2011; Sierla et al., 2013).生物/非生物胁迫能诱导植物体ROS的产生, 增加的ROS能改变体内生长素平衡, 进而导致植株株型发生变化(Potters et al., 2007).ROS不仅可通过调节参与生长素合成的相关酶活性来影响生长素的体内平衡, 同时也可以通过依赖H2O2产生的过氧化物酶氧化降解生长素(Ljung et al., 2002).植物过氧化物酶具有生长素氧化酶活性, 能够催化IAA与氧分子发生氧化反应, 从而氧化IAA (Savitsky et al., 1999).另外, H2O2也能够氧化植物体内的IAA, 催化其降解, 进而扰乱植物体内生长素的稳态平衡(Gazarian et al., 1998); 同时, H2O2能通过激活拟南芥中特殊的促分裂原活化蛋白激酶ANP1来抑制生长素活性(Ko- vtun et al., 2000); 而且H2O2能够以依赖蛋白酶体的方式调节MAPK级联信号, 降低生长素信号途径相关基因的表达, 从而负调控植物生长素信号途径(Naka- gami et al., 2006).拟南芥ntra/ntrb/cad2三突变体中ROS清除剂硫氧还蛋白和谷胱甘肽的含量降低, ROS含量升高, 内源生长素含量减少且表现出生长素缺陷相关表型(Bashandy et al., 2010).外源ROS处理能短暂地抑制拟南芥中的生长素信号, 且引发胁迫诱导的表型响应(Blomster et al., 2011).拟南芥线粒体产生的ROS能介导ABA和生长素相互作用, 调控主根生长和种子萌发(He et al., 2012).ftsh4-4突变体中有大量的H2O2积累, 过氧化物酶相关基因PRX33及PRX37的表达明显上调且过氧化物酶活性明显增强, 外施抗氧化剂能够抑制ftsh4-4突变体中的早衰表型.结合外源或者内源生长素均能恢复ftsh4-4的衰老表型, 暗示外源抗氧化剂可能是通过降低突变体内的ROS含量及过氧化物酶的活性, 进而恢复ftsh4-4体内的生长素水平并抑制ftsh4-4叶片的衰老.也有研究显示, 植物氧化胁迫相关基因的表达受到生长素的调控(Huang et al., 2008), 生长素能够调节植物体内抗氧化酶的含量(Joo et al., 2001).本研究还表明, 外源生长素处理或者提高内源生长素后不仅恢复了ftsh4-4突变体的表型, 而且降低了ftsh4-4突变体植株中H2O2含量以及过氧化物酶活性, 暗示着生长素在维持植物体内氧化还原平衡中可能也起重要作用.生长素如何调控植物体内ROS的含量是一个非常有趣的科学问题.在ftsh4-4中, 由于ARF2突变能够降低ftsh4-4的H2O2含量, 因此生长素很有可能是通过诸如ARF2等生长素响应因子来调控植物体内的ROS含量. ...

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2011

... 植物通过各种机制调控体内IAA的平衡, 如生长素的生物合成、降解和转运以及IAA的氧化(Meudt and Gaines, 1967; Woodward and Bartel, 2005).许多研究认为, ROS是植物以及其它生物不同代谢过程中的重要信号分子, 可与植物激素及其它信号分子相互作用, 参与病原体防御、非生物胁迫耐受、气孔调节、发育、生长以及细胞增殖等代谢过程(Blomster et al., 2011; Suzuki et al., 2011; Sierla et al., 2013).生物/非生物胁迫能诱导植物体ROS的产生, 增加的ROS能改变体内生长素平衡, 进而导致植株株型发生变化(Potters et al., 2007).ROS不仅可通过调节参与生长素合成的相关酶活性来影响生长素的体内平衡, 同时也可以通过依赖H2O2产生的过氧化物酶氧化降解生长素(Ljung et al., 2002).植物过氧化物酶具有生长素氧化酶活性, 能够催化IAA与氧分子发生氧化反应, 从而氧化IAA (Savitsky et al., 1999).另外, H2O2也能够氧化植物体内的IAA, 催化其降解, 进而扰乱植物体内生长素的稳态平衡(Gazarian et al., 1998); 同时, H2O2能通过激活拟南芥中特殊的促分裂原活化蛋白激酶ANP1来抑制生长素活性(Ko- vtun et al., 2000); 而且H2O2能够以依赖蛋白酶体的方式调节MAPK级联信号, 降低生长素信号途径相关基因的表达, 从而负调控植物生长素信号途径(Naka- gami et al., 2006).拟南芥ntra/ntrb/cad2三突变体中ROS清除剂硫氧还蛋白和谷胱甘肽的含量降低, ROS含量升高, 内源生长素含量减少且表现出生长素缺陷相关表型(Bashandy et al., 2010).外源ROS处理能短暂地抑制拟南芥中的生长素信号, 且引发胁迫诱导的表型响应(Blomster et al., 2011).拟南芥线粒体产生的ROS能介导ABA和生长素相互作用, 调控主根生长和种子萌发(He et al., 2012).ftsh4-4突变体中有大量的H2O2积累, 过氧化物酶相关基因PRX33及PRX37的表达明显上调且过氧化物酶活性明显增强, 外施抗氧化剂能够抑制ftsh4-4突变体中的早衰表型.结合外源或者内源生长素均能恢复ftsh4-4的衰老表型, 暗示外源抗氧化剂可能是通过降低突变体内的ROS含量及过氧化物酶的活性, 进而恢复ftsh4-4体内的生长素水平并抑制ftsh4-4叶片的衰老.也有研究显示, 植物氧化胁迫相关基因的表达受到生长素的调控(Huang et al., 2008), 生长素能够调节植物体内抗氧化酶的含量(Joo et al., 2001).本研究还表明, 外源生长素处理或者提高内源生长素后不仅恢复了ftsh4-4突变体的表型, 而且降低了ftsh4-4突变体植株中H2O2含量以及过氧化物酶活性, 暗示着生长素在维持植物体内氧化还原平衡中可能也起重要作用.生长素如何调控植物体内ROS的含量是一个非常有趣的科学问题.在ftsh4-4中, 由于ARF2突变能够降低ftsh4-4的H2O2含量, 因此生长素很有可能是通过诸如ARF2等生长素响应因子来调控植物体内的ROS含量. ...
... ).外源ROS处理能短暂地抑制拟南芥中的生长素信号, 且引发胁迫诱导的表型响应(Blomster et al., 2011).拟南芥线粒体产生的ROS能介导ABA和生长素相互作用, 调控主根生长和种子萌发(He et al., 2012).ftsh4-4突变体中有大量的H2O2积累, 过氧化物酶相关基因PRX33及PRX37的表达明显上调且过氧化物酶活性明显增强, 外施抗氧化剂能够抑制ftsh4-4突变体中的早衰表型.结合外源或者内源生长素均能恢复ftsh4-4的衰老表型, 暗示外源抗氧化剂可能是通过降低突变体内的ROS含量及过氧化物酶的活性, 进而恢复ftsh4-4体内的生长素水平并抑制ftsh4-4叶片的衰老.也有研究显示, 植物氧化胁迫相关基因的表达受到生长素的调控(Huang et al., 2008), 生长素能够调节植物体内抗氧化酶的含量(Joo et al., 2001).本研究还表明, 外源生长素处理或者提高内源生长素后不仅恢复了ftsh4-4突变体的表型, 而且降低了ftsh4-4突变体植株中H2O2含量以及过氧化物酶活性, 暗示着生长素在维持植物体内氧化还原平衡中可能也起重要作用.生长素如何调控植物体内ROS的含量是一个非常有趣的科学问题.在ftsh4-4中, 由于ARF2突变能够降低ftsh4-4的H2O2含量, 因此生长素很有可能是通过诸如ARF2等生长素响应因子来调控植物体内的ROS含量. ...

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1991

... 为了进一步确定ftsh4-4突变体表现出的早衰表型是由IAA含量减少引起的, 我们构建了iaaM-ftsh4-4转基因植株(Zhang et al., 2014).iaaM编码色氨酸单加氧酶(IAAM), IAAM是生长素合成途径吲哚乙酰胺途径中的关键酶, 能催化色氨酸转化为吲哚乙酰胺(IAM), 随后IAM再通过吲哚乙酰胺水解酶(IAAH)水解成IAA (Camilleri and Jouanin, 1991; Romano et al., 1995).与ftsh4-4突变体相比, iaaM-ftsh4-4转基因植株中内源IAA含量增加(Zhang et al., 2014).iaaM-ftsh4-4能恢复ftsh4-4突变体的叶片早衰表型, 表现出与WT一致的表型(图4A).对4周龄拟南芥植株莲座叶进行乳酚-台盼蓝染色, 结果显示, 与ftsh4-4突变体相比, iaaM-ftsh4-4转基因植物细胞死亡数目明显减少(图4B), 并且iaaM-ftsh4-4植株的叶绿素 含量(图4C)及相对电导率(图4D)等衰老生理指标均 恢复到与野生型相同的正常水平.我们还利用qRT- PCR检测了生长4周的WT、ftsh4-4和iaaM-ftsh4-4植株莲座叶中衰老相关标记基因SAG12、SAG13、SAG101、SEN1及SEN4的表达水平, 发现与WT相比, ftsh4-4突变体植株莲座叶中SAG12、SAG13、SEN1及SEN4表达量分别增加了440倍、4.2倍、3.7倍和1.3倍, 而iaaM-ftsh4-4能明显将ftsh4-4突变体中SAG12、SAG13、SEN1及SEN4的表达水平降低到WT水平(图4E).以上结果表明, 增加内源生长素含量能恢复ftsh4-4突变体的早衰表型, 即ftsh4-4突变体表现出的早衰表型确实是由于IAA含量减少引起的. ...

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2012

... 植物激素是叶片衰老的重要调节者, 改变植物体内的激素信号会导致叶片衰老表型发生变化(Li et al., 2012).植物激素可诱导或抑制叶片衰老, 乙烯(ethy- lene)、茉莉酸(JA)、脱落酸(ABA)和水杨酸(SA)可促进叶片衰老; 而生长素(auxin)、赤霉素(GA)和细胞分裂素(CKs)则延缓叶片衰老(Jibran et al., 2013).虽然已知生长素作为调控植物生长发育的重要激素参与叶片衰老调控, 但是相关的分子机制仍不清楚.有限的研究表明, 模式植物拟南芥(Arabidopsis thaliana)中, 生长素响应因子ARF2和ARF7参与植物衰老调控(Ellis et al., 2005; Okushima et al., 2007).活性氧(reactive oxygen species, ROS)的积累是植物细胞应对各种生物和非生物胁迫以及自然衰老过程做出的响应, 自然状态下的衰老及环境胁迫诱导的衰老过程均会产生大量的ROS (Apel and Hirt, 2004).其中, H2O2 (hydrogen peroxide)被认为是调控细胞程序性死亡的信号中介, 衰老叶片中H2O2含量明显增加(Zimmermann et al., 2006; Queval et al., 2007), 许多叶片衰老调控基因(如WRKY53和SAG21)的表达均受H2O2的诱导(Zentgraf et al., 2010; Salleh et al., 2012).ROS信号能够与植物激素信号形成复杂的调控网络, 在调控植物生长发育、衰老以及环境应答等过程中起重要作用(Mittler et al., 2011).如ROS信号与ABA和乙烯等激素相互作用调控正常及逆境胁迫条件下的植物叶片衰老过程(Wang and Song, 2008; Chen et al., 2012); 与生长素相互作用调控植物主根和侧根生长、种子萌发以及金属胁迫响应等过程(He et al., 2012; Yuan et al., 2013).但是ROS如何与生长素相互作用调控植物叶片衰老的分子机制尚不清楚. ...

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2006

... 目前, 关于拟南芥FtSH蛋白酶功能的研究主要集中在定位于叶绿体的FtSH蛋白, 而线粒体定位的FtSH蛋白酶的具体功能及其分子机制还不清楚.FtSH1通过清除D1片段调节光系统II的降解(Malnoe et al., 2014).FtSH2和FtSH5参与类囊体蛋白质的降解及质体发育过程, 2个基因的功能缺失会引起光保护机制的破坏和内囊体的发育异常, 并导致叶斑表型(Saka- moto et al., 2002).FtSH8和FtSH1分别与FtSH2和FtSH5存在功能冗余, 且FtSH2/FtSH8以及FtSH5/ FtSH1形成的复合体参与了光系统II反应中心蛋白D1的降解(Kato et al., 2009).2个不同的ftsh11突变体均表现出热敏感, 表明FtSH11可能在应对高温胁迫中发挥重要作用(Chen et al., 2006).相比其它类型的FtSH蛋白, FtSH2、3、5、10、11在植物生长发育及对环境的适应性中表现出更为重要的作用(Wagner et al., 2011).线粒体定位的FtSH3和FtSH10通过影响氧化磷酸化途径中相关复合体的活性来调控植物的正常发育(Piechota et al., 2010).在短日照条件下, 线粒体定位的FtSH4蛋白酶缺失突变体ftsh4-1中ROS (H2O2)含量增加, 造成拟南芥莲座叶形态发生改变(Gibala et al., 2009), 并且FtSH4能够通过影响过氧化物酶的积累来调控生长素的体内平衡, 进而调控拟南芥的株型(Zhang et al., 2014). ...

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2005

... 植物激素是叶片衰老的重要调节者, 改变植物体内的激素信号会导致叶片衰老表型发生变化(Li et al., 2012).植物激素可诱导或抑制叶片衰老, 乙烯(ethy- lene)、茉莉酸(JA)、脱落酸(ABA)和水杨酸(SA)可促进叶片衰老; 而生长素(auxin)、赤霉素(GA)和细胞分裂素(CKs)则延缓叶片衰老(Jibran et al., 2013).虽然已知生长素作为调控植物生长发育的重要激素参与叶片衰老调控, 但是相关的分子机制仍不清楚.有限的研究表明, 模式植物拟南芥(Arabidopsis thaliana)中, 生长素响应因子ARF2和ARF7参与植物衰老调控(Ellis et al., 2005; Okushima et al., 2007).活性氧(reactive oxygen species, ROS)的积累是植物细胞应对各种生物和非生物胁迫以及自然衰老过程做出的响应, 自然状态下的衰老及环境胁迫诱导的衰老过程均会产生大量的ROS (Apel and Hirt, 2004).其中, H2O2 (hydrogen peroxide)被认为是调控细胞程序性死亡的信号中介, 衰老叶片中H2O2含量明显增加(Zimmermann et al., 2006; Queval et al., 2007), 许多叶片衰老调控基因(如WRKY53和SAG21)的表达均受H2O2的诱导(Zentgraf et al., 2010; Salleh et al., 2012).ROS信号能够与植物激素信号形成复杂的调控网络, 在调控植物生长发育、衰老以及环境应答等过程中起重要作用(Mittler et al., 2011).如ROS信号与ABA和乙烯等激素相互作用调控正常及逆境胁迫条件下的植物叶片衰老过程(Wang and Song, 2008; Chen et al., 2012); 与生长素相互作用调控植物主根和侧根生长、种子萌发以及金属胁迫响应等过程(He et al., 2012; Yuan et al., 2013).但是ROS如何与生长素相互作用调控植物叶片衰老的分子机制尚不清楚. ...
... 本研究表明, FtSH4基因插入突变体ftsh4-4在长日照条件下具有早衰表型, 且其叶片早衰表型能够被外源生长素所抑制, 提示FtSH4可能通过生长素正调控植物叶片衰老过程.生长素在调控植物叶片衰老中的功能一直存在争议.有研究认为, 生长素能促进植物叶片衰老.例如, 大豆(Glycine max)中衰老相关受体类激酶(GmSARK)的表达受到生长素的诱导, Gm- SARK在拟南芥中过量表达能够诱导植物叶片早衰, 生长素缺失突变体能延缓GmSARK过量表达植株的早衰表型(Xu et al., 2011); 拟南芥中受生长素诱导表达的基因SAUR36能够促进植物叶片衰老, SAUR- 36在衰老叶片中表达明显升高, 其功能缺失突变体表现出衰老延缓表型, 而过量表达植株则表现出早衰表型(Hou et al., 2013).另有研究则认为, 生长素能够抑制植物叶片衰老.例如, 拟南芥黄素单氧合酶基因YUCCA6过量表达植株35S:YUC6和激活突变体yuc6-1D植株中自由生长素含量增加, 能够延缓黑暗诱导的叶片衰老, 降低衰老相关标记基因SAG12的表达(Kim et al., 2011); SAUR39过量表达能导致植物体内生长素含量减少并且表现出早衰表型(Kant et al., 2009); 拟南芥生长素响应因子ARF2缺失突变体的莲座叶表现出衰老延缓表型(Ellis et al., 2005; Lim et al., 2010).此外, 生长素响应因子基因ARF1、ARF7以及ARF19也可促进叶片衰老(Li et al., 2012).本研究表明, 在ftsh4-4突变体中突变ARF2后能够恢复ftsh4-4的早衰表型, 表明ftsh4-4的叶片早衰表型也是由于高水平表达ARF2造成的. ...

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2006

... 植物中FtSH (filamentation temperature sensitive H)等ATP依赖的金属蛋白酶在植物生长发育过程中, 尤其是维持叶绿体和线粒体膜蛋白的完整性方面起重要作用(Nolden et al., 2005).拟南芥基因组共编码12个FtSH蛋白(Garcia-Lorenzo et al., 2006), 其中有8个定位在叶绿体(FtSH1、2、5-9和12), 3个定位在线粒体中(FtSH3、4和10), FtSH11同时存在于叶绿体和线粒体中(Kolodziejczak et al., 2002).我们前期的研究表明, 线粒体FtSH4基因突变会导致H2O2大量积累(Zhang et al., 2014), 叶片出现早衰表型(Zhang et al., 2017).本研究表明, H2O2清除剂和生长素能延缓ftsh4突变体的早衰表型, 提示该基因可能在H2O2与生长素调控叶片衰老过程中发挥重要作用.本研究通过细胞生物学和遗传学等方法, 在前期研究的基础上, 进一步对线粒体FtSH4通过生长素与H2O2调控叶片衰老的分子机制进行了深入研究. ...

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1998

... 植物通过各种机制调控体内IAA的平衡, 如生长素的生物合成、降解和转运以及IAA的氧化(Meudt and Gaines, 1967; Woodward and Bartel, 2005).许多研究认为, ROS是植物以及其它生物不同代谢过程中的重要信号分子, 可与植物激素及其它信号分子相互作用, 参与病原体防御、非生物胁迫耐受、气孔调节、发育、生长以及细胞增殖等代谢过程(Blomster et al., 2011; Suzuki et al., 2011; Sierla et al., 2013).生物/非生物胁迫能诱导植物体ROS的产生, 增加的ROS能改变体内生长素平衡, 进而导致植株株型发生变化(Potters et al., 2007).ROS不仅可通过调节参与生长素合成的相关酶活性来影响生长素的体内平衡, 同时也可以通过依赖H2O2产生的过氧化物酶氧化降解生长素(Ljung et al., 2002).植物过氧化物酶具有生长素氧化酶活性, 能够催化IAA与氧分子发生氧化反应, 从而氧化IAA (Savitsky et al., 1999).另外, H2O2也能够氧化植物体内的IAA, 催化其降解, 进而扰乱植物体内生长素的稳态平衡(Gazarian et al., 1998); 同时, H2O2能通过激活拟南芥中特殊的促分裂原活化蛋白激酶ANP1来抑制生长素活性(Ko- vtun et al., 2000); 而且H2O2能够以依赖蛋白酶体的方式调节MAPK级联信号, 降低生长素信号途径相关基因的表达, 从而负调控植物生长素信号途径(Naka- gami et al., 2006).拟南芥ntra/ntrb/cad2三突变体中ROS清除剂硫氧还蛋白和谷胱甘肽的含量降低, ROS含量升高, 内源生长素含量减少且表现出生长素缺陷相关表型(Bashandy et al., 2010).外源ROS处理能短暂地抑制拟南芥中的生长素信号, 且引发胁迫诱导的表型响应(Blomster et al., 2011).拟南芥线粒体产生的ROS能介导ABA和生长素相互作用, 调控主根生长和种子萌发(He et al., 2012).ftsh4-4突变体中有大量的H2O2积累, 过氧化物酶相关基因PRX33及PRX37的表达明显上调且过氧化物酶活性明显增强, 外施抗氧化剂能够抑制ftsh4-4突变体中的早衰表型.结合外源或者内源生长素均能恢复ftsh4-4的衰老表型, 暗示外源抗氧化剂可能是通过降低突变体内的ROS含量及过氧化物酶的活性, 进而恢复ftsh4-4体内的生长素水平并抑制ftsh4-4叶片的衰老.也有研究显示, 植物氧化胁迫相关基因的表达受到生长素的调控(Huang et al., 2008), 生长素能够调节植物体内抗氧化酶的含量(Joo et al., 2001).本研究还表明, 外源生长素处理或者提高内源生长素后不仅恢复了ftsh4-4突变体的表型, 而且降低了ftsh4-4突变体植株中H2O2含量以及过氧化物酶活性, 暗示着生长素在维持植物体内氧化还原平衡中可能也起重要作用.生长素如何调控植物体内ROS的含量是一个非常有趣的科学问题.在ftsh4-4中, 由于ARF2突变能够降低ftsh4-4的H2O2含量, 因此生长素很有可能是通过诸如ARF2等生长素响应因子来调控植物体内的ROS含量. ...

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2009

... 目前, 关于拟南芥FtSH蛋白酶功能的研究主要集中在定位于叶绿体的FtSH蛋白, 而线粒体定位的FtSH蛋白酶的具体功能及其分子机制还不清楚.FtSH1通过清除D1片段调节光系统II的降解(Malnoe et al., 2014).FtSH2和FtSH5参与类囊体蛋白质的降解及质体发育过程, 2个基因的功能缺失会引起光保护机制的破坏和内囊体的发育异常, 并导致叶斑表型(Saka- moto et al., 2002).FtSH8和FtSH1分别与FtSH2和FtSH5存在功能冗余, 且FtSH2/FtSH8以及FtSH5/ FtSH1形成的复合体参与了光系统II反应中心蛋白D1的降解(Kato et al., 2009).2个不同的ftsh11突变体均表现出热敏感, 表明FtSH11可能在应对高温胁迫中发挥重要作用(Chen et al., 2006).相比其它类型的FtSH蛋白, FtSH2、3、5、10、11在植物生长发育及对环境的适应性中表现出更为重要的作用(Wagner et al., 2011).线粒体定位的FtSH3和FtSH10通过影响氧化磷酸化途径中相关复合体的活性来调控植物的正常发育(Piechota et al., 2010).在短日照条件下, 线粒体定位的FtSH4蛋白酶缺失突变体ftsh4-1中ROS (H2O2)含量增加, 造成拟南芥莲座叶形态发生改变(Gibala et al., 2009), 并且FtSH4能够通过影响过氧化物酶的积累来调控生长素的体内平衡, 进而调控拟南芥的株型(Zhang et al., 2014). ...

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2012

... 植物叶片衰老是一种依赖年龄的细胞程序性退化和降解过程, 能够引起植物体内的代谢紊乱并最终导致植物器官或整株死亡(Lim et al., 2007).植物叶片在衰老过程中, 由于细胞质膜和液泡膜以及叶绿体等细胞器发生瓦解, 破坏了细胞的内稳态, 最终导致衰老叶片细胞死亡.叶片衰老相关代谢变化包括叶绿素降解、叶片黄化, 还有蛋白质、脂质、核酸以及其它生物大分子的水解(Ren et al., 2010; Watanabe et al., 2013).叶片衰老以依赖年龄的方式进行, 属于程序性细胞死亡的一种, 受到各种外部环境因素和内部因素的诱导(Guo and Gan, 2012).影响植物叶片衰老的内部因素包括各种植物激素、植物体内的氧化还原状态以及依赖年龄的内源发育信号(Lim et al., 2007). ...

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2012

... 植物激素是叶片衰老的重要调节者, 改变植物体内的激素信号会导致叶片衰老表型发生变化(Li et al., 2012).植物激素可诱导或抑制叶片衰老, 乙烯(ethy- lene)、茉莉酸(JA)、脱落酸(ABA)和水杨酸(SA)可促进叶片衰老; 而生长素(auxin)、赤霉素(GA)和细胞分裂素(CKs)则延缓叶片衰老(Jibran et al., 2013).虽然已知生长素作为调控植物生长发育的重要激素参与叶片衰老调控, 但是相关的分子机制仍不清楚.有限的研究表明, 模式植物拟南芥(Arabidopsis thaliana)中, 生长素响应因子ARF2和ARF7参与植物衰老调控(Ellis et al., 2005; Okushima et al., 2007).活性氧(reactive oxygen species, ROS)的积累是植物细胞应对各种生物和非生物胁迫以及自然衰老过程做出的响应, 自然状态下的衰老及环境胁迫诱导的衰老过程均会产生大量的ROS (Apel and Hirt, 2004).其中, H2O2 (hydrogen peroxide)被认为是调控细胞程序性死亡的信号中介, 衰老叶片中H2O2含量明显增加(Zimmermann et al., 2006; Queval et al., 2007), 许多叶片衰老调控基因(如WRKY53和SAG21)的表达均受H2O2的诱导(Zentgraf et al., 2010; Salleh et al., 2012).ROS信号能够与植物激素信号形成复杂的调控网络, 在调控植物生长发育、衰老以及环境应答等过程中起重要作用(Mittler et al., 2011).如ROS信号与ABA和乙烯等激素相互作用调控正常及逆境胁迫条件下的植物叶片衰老过程(Wang and Song, 2008; Chen et al., 2012); 与生长素相互作用调控植物主根和侧根生长、种子萌发以及金属胁迫响应等过程(He et al., 2012; Yuan et al., 2013).但是ROS如何与生长素相互作用调控植物叶片衰老的分子机制尚不清楚. ...
... 植物通过各种机制调控体内IAA的平衡, 如生长素的生物合成、降解和转运以及IAA的氧化(Meudt and Gaines, 1967; Woodward and Bartel, 2005).许多研究认为, ROS是植物以及其它生物不同代谢过程中的重要信号分子, 可与植物激素及其它信号分子相互作用, 参与病原体防御、非生物胁迫耐受、气孔调节、发育、生长以及细胞增殖等代谢过程(Blomster et al., 2011; Suzuki et al., 2011; Sierla et al., 2013).生物/非生物胁迫能诱导植物体ROS的产生, 增加的ROS能改变体内生长素平衡, 进而导致植株株型发生变化(Potters et al., 2007).ROS不仅可通过调节参与生长素合成的相关酶活性来影响生长素的体内平衡, 同时也可以通过依赖H2O2产生的过氧化物酶氧化降解生长素(Ljung et al., 2002).植物过氧化物酶具有生长素氧化酶活性, 能够催化IAA与氧分子发生氧化反应, 从而氧化IAA (Savitsky et al., 1999).另外, H2O2也能够氧化植物体内的IAA, 催化其降解, 进而扰乱植物体内生长素的稳态平衡(Gazarian et al., 1998); 同时, H2O2能通过激活拟南芥中特殊的促分裂原活化蛋白激酶ANP1来抑制生长素活性(Ko- vtun et al., 2000); 而且H2O2能够以依赖蛋白酶体的方式调节MAPK级联信号, 降低生长素信号途径相关基因的表达, 从而负调控植物生长素信号途径(Naka- gami et al., 2006).拟南芥ntra/ntrb/cad2三突变体中ROS清除剂硫氧还蛋白和谷胱甘肽的含量降低, ROS含量升高, 内源生长素含量减少且表现出生长素缺陷相关表型(Bashandy et al., 2010).外源ROS处理能短暂地抑制拟南芥中的生长素信号, 且引发胁迫诱导的表型响应(Blomster et al., 2011).拟南芥线粒体产生的ROS能介导ABA和生长素相互作用, 调控主根生长和种子萌发(He et al., 2012).ftsh4-4突变体中有大量的H2O2积累, 过氧化物酶相关基因PRX33及PRX37的表达明显上调且过氧化物酶活性明显增强, 外施抗氧化剂能够抑制ftsh4-4突变体中的早衰表型.结合外源或者内源生长素均能恢复ftsh4-4的衰老表型, 暗示外源抗氧化剂可能是通过降低突变体内的ROS含量及过氧化物酶的活性, 进而恢复ftsh4-4体内的生长素水平并抑制ftsh4-4叶片的衰老.也有研究显示, 植物氧化胁迫相关基因的表达受到生长素的调控(Huang et al., 2008), 生长素能够调节植物体内抗氧化酶的含量(Joo et al., 2001).本研究还表明, 外源生长素处理或者提高内源生长素后不仅恢复了ftsh4-4突变体的表型, 而且降低了ftsh4-4突变体植株中H2O2含量以及过氧化物酶活性, 暗示着生长素在维持植物体内氧化还原平衡中可能也起重要作用.生长素如何调控植物体内ROS的含量是一个非常有趣的科学问题.在ftsh4-4中, 由于ARF2突变能够降低ftsh4-4的H2O2含量, 因此生长素很有可能是通过诸如ARF2等生长素响应因子来调控植物体内的ROS含量. ...

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2013

... 本研究表明, FtSH4基因插入突变体ftsh4-4在长日照条件下具有早衰表型, 且其叶片早衰表型能够被外源生长素所抑制, 提示FtSH4可能通过生长素正调控植物叶片衰老过程.生长素在调控植物叶片衰老中的功能一直存在争议.有研究认为, 生长素能促进植物叶片衰老.例如, 大豆(Glycine max)中衰老相关受体类激酶(GmSARK)的表达受到生长素的诱导, Gm- SARK在拟南芥中过量表达能够诱导植物叶片早衰, 生长素缺失突变体能延缓GmSARK过量表达植株的早衰表型(Xu et al., 2011); 拟南芥中受生长素诱导表达的基因SAUR36能够促进植物叶片衰老, SAUR- 36在衰老叶片中表达明显升高, 其功能缺失突变体表现出衰老延缓表型, 而过量表达植株则表现出早衰表型(Hou et al., 2013).另有研究则认为, 生长素能够抑制植物叶片衰老.例如, 拟南芥黄素单氧合酶基因YUCCA6过量表达植株35S:YUC6和激活突变体yuc6-1D植株中自由生长素含量增加, 能够延缓黑暗诱导的叶片衰老, 降低衰老相关标记基因SAG12的表达(Kim et al., 2011); SAUR39过量表达能导致植物体内生长素含量减少并且表现出早衰表型(Kant et al., 2009); 拟南芥生长素响应因子ARF2缺失突变体的莲座叶表现出衰老延缓表型(Ellis et al., 2005; Lim et al., 2010).此外, 生长素响应因子基因ARF1、ARF7以及ARF19也可促进叶片衰老(Li et al., 2012).本研究表明, 在ftsh4-4突变体中突变ARF2后能够恢复ftsh4-4的早衰表型, 表明ftsh4-4的叶片早衰表型也是由于高水平表达ARF2造成的. ...

1
2008

... 植物通过各种机制调控体内IAA的平衡, 如生长素的生物合成、降解和转运以及IAA的氧化(Meudt and Gaines, 1967; Woodward and Bartel, 2005).许多研究认为, ROS是植物以及其它生物不同代谢过程中的重要信号分子, 可与植物激素及其它信号分子相互作用, 参与病原体防御、非生物胁迫耐受、气孔调节、发育、生长以及细胞增殖等代谢过程(Blomster et al., 2011; Suzuki et al., 2011; Sierla et al., 2013).生物/非生物胁迫能诱导植物体ROS的产生, 增加的ROS能改变体内生长素平衡, 进而导致植株株型发生变化(Potters et al., 2007).ROS不仅可通过调节参与生长素合成的相关酶活性来影响生长素的体内平衡, 同时也可以通过依赖H2O2产生的过氧化物酶氧化降解生长素(Ljung et al., 2002).植物过氧化物酶具有生长素氧化酶活性, 能够催化IAA与氧分子发生氧化反应, 从而氧化IAA (Savitsky et al., 1999).另外, H2O2也能够氧化植物体内的IAA, 催化其降解, 进而扰乱植物体内生长素的稳态平衡(Gazarian et al., 1998); 同时, H2O2能通过激活拟南芥中特殊的促分裂原活化蛋白激酶ANP1来抑制生长素活性(Ko- vtun et al., 2000); 而且H2O2能够以依赖蛋白酶体的方式调节MAPK级联信号, 降低生长素信号途径相关基因的表达, 从而负调控植物生长素信号途径(Naka- gami et al., 2006).拟南芥ntra/ntrb/cad2三突变体中ROS清除剂硫氧还蛋白和谷胱甘肽的含量降低, ROS含量升高, 内源生长素含量减少且表现出生长素缺陷相关表型(Bashandy et al., 2010).外源ROS处理能短暂地抑制拟南芥中的生长素信号, 且引发胁迫诱导的表型响应(Blomster et al., 2011).拟南芥线粒体产生的ROS能介导ABA和生长素相互作用, 调控主根生长和种子萌发(He et al., 2012).ftsh4-4突变体中有大量的H2O2积累, 过氧化物酶相关基因PRX33及PRX37的表达明显上调且过氧化物酶活性明显增强, 外施抗氧化剂能够抑制ftsh4-4突变体中的早衰表型.结合外源或者内源生长素均能恢复ftsh4-4的衰老表型, 暗示外源抗氧化剂可能是通过降低突变体内的ROS含量及过氧化物酶的活性, 进而恢复ftsh4-4体内的生长素水平并抑制ftsh4-4叶片的衰老.也有研究显示, 植物氧化胁迫相关基因的表达受到生长素的调控(Huang et al., 2008), 生长素能够调节植物体内抗氧化酶的含量(Joo et al., 2001).本研究还表明, 外源生长素处理或者提高内源生长素后不仅恢复了ftsh4-4突变体的表型, 而且降低了ftsh4-4突变体植株中H2O2含量以及过氧化物酶活性, 暗示着生长素在维持植物体内氧化还原平衡中可能也起重要作用.生长素如何调控植物体内ROS的含量是一个非常有趣的科学问题.在ftsh4-4中, 由于ARF2突变能够降低ftsh4-4的H2O2含量, 因此生长素很有可能是通过诸如ARF2等生长素响应因子来调控植物体内的ROS含量. ...

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2013

... 植物激素是叶片衰老的重要调节者, 改变植物体内的激素信号会导致叶片衰老表型发生变化(Li et al., 2012).植物激素可诱导或抑制叶片衰老, 乙烯(ethy- lene)、茉莉酸(JA)、脱落酸(ABA)和水杨酸(SA)可促进叶片衰老; 而生长素(auxin)、赤霉素(GA)和细胞分裂素(CKs)则延缓叶片衰老(Jibran et al., 2013).虽然已知生长素作为调控植物生长发育的重要激素参与叶片衰老调控, 但是相关的分子机制仍不清楚.有限的研究表明, 模式植物拟南芥(Arabidopsis thaliana)中, 生长素响应因子ARF2和ARF7参与植物衰老调控(Ellis et al., 2005; Okushima et al., 2007).活性氧(reactive oxygen species, ROS)的积累是植物细胞应对各种生物和非生物胁迫以及自然衰老过程做出的响应, 自然状态下的衰老及环境胁迫诱导的衰老过程均会产生大量的ROS (Apel and Hirt, 2004).其中, H2O2 (hydrogen peroxide)被认为是调控细胞程序性死亡的信号中介, 衰老叶片中H2O2含量明显增加(Zimmermann et al., 2006; Queval et al., 2007), 许多叶片衰老调控基因(如WRKY53和SAG21)的表达均受H2O2的诱导(Zentgraf et al., 2010; Salleh et al., 2012).ROS信号能够与植物激素信号形成复杂的调控网络, 在调控植物生长发育、衰老以及环境应答等过程中起重要作用(Mittler et al., 2011).如ROS信号与ABA和乙烯等激素相互作用调控正常及逆境胁迫条件下的植物叶片衰老过程(Wang and Song, 2008; Chen et al., 2012); 与生长素相互作用调控植物主根和侧根生长、种子萌发以及金属胁迫响应等过程(He et al., 2012; Yuan et al., 2013).但是ROS如何与生长素相互作用调控植物叶片衰老的分子机制尚不清楚. ...

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2001

... 植物通过各种机制调控体内IAA的平衡, 如生长素的生物合成、降解和转运以及IAA的氧化(Meudt and Gaines, 1967; Woodward and Bartel, 2005).许多研究认为, ROS是植物以及其它生物不同代谢过程中的重要信号分子, 可与植物激素及其它信号分子相互作用, 参与病原体防御、非生物胁迫耐受、气孔调节、发育、生长以及细胞增殖等代谢过程(Blomster et al., 2011; Suzuki et al., 2011; Sierla et al., 2013).生物/非生物胁迫能诱导植物体ROS的产生, 增加的ROS能改变体内生长素平衡, 进而导致植株株型发生变化(Potters et al., 2007).ROS不仅可通过调节参与生长素合成的相关酶活性来影响生长素的体内平衡, 同时也可以通过依赖H2O2产生的过氧化物酶氧化降解生长素(Ljung et al., 2002).植物过氧化物酶具有生长素氧化酶活性, 能够催化IAA与氧分子发生氧化反应, 从而氧化IAA (Savitsky et al., 1999).另外, H2O2也能够氧化植物体内的IAA, 催化其降解, 进而扰乱植物体内生长素的稳态平衡(Gazarian et al., 1998); 同时, H2O2能通过激活拟南芥中特殊的促分裂原活化蛋白激酶ANP1来抑制生长素活性(Ko- vtun et al., 2000); 而且H2O2能够以依赖蛋白酶体的方式调节MAPK级联信号, 降低生长素信号途径相关基因的表达, 从而负调控植物生长素信号途径(Naka- gami et al., 2006).拟南芥ntra/ntrb/cad2三突变体中ROS清除剂硫氧还蛋白和谷胱甘肽的含量降低, ROS含量升高, 内源生长素含量减少且表现出生长素缺陷相关表型(Bashandy et al., 2010).外源ROS处理能短暂地抑制拟南芥中的生长素信号, 且引发胁迫诱导的表型响应(Blomster et al., 2011).拟南芥线粒体产生的ROS能介导ABA和生长素相互作用, 调控主根生长和种子萌发(He et al., 2012).ftsh4-4突变体中有大量的H2O2积累, 过氧化物酶相关基因PRX33及PRX37的表达明显上调且过氧化物酶活性明显增强, 外施抗氧化剂能够抑制ftsh4-4突变体中的早衰表型.结合外源或者内源生长素均能恢复ftsh4-4的衰老表型, 暗示外源抗氧化剂可能是通过降低突变体内的ROS含量及过氧化物酶的活性, 进而恢复ftsh4-4体内的生长素水平并抑制ftsh4-4叶片的衰老.也有研究显示, 植物氧化胁迫相关基因的表达受到生长素的调控(Huang et al., 2008), 生长素能够调节植物体内抗氧化酶的含量(Joo et al., 2001).本研究还表明, 外源生长素处理或者提高内源生长素后不仅恢复了ftsh4-4突变体的表型, 而且降低了ftsh4-4突变体植株中H2O2含量以及过氧化物酶活性, 暗示着生长素在维持植物体内氧化还原平衡中可能也起重要作用.生长素如何调控植物体内ROS的含量是一个非常有趣的科学问题.在ftsh4-4中, 由于ARF2突变能够降低ftsh4-4的H2O2含量, 因此生长素很有可能是通过诸如ARF2等生长素响应因子来调控植物体内的ROS含量. ...

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2009

... 本研究表明, FtSH4基因插入突变体ftsh4-4在长日照条件下具有早衰表型, 且其叶片早衰表型能够被外源生长素所抑制, 提示FtSH4可能通过生长素正调控植物叶片衰老过程.生长素在调控植物叶片衰老中的功能一直存在争议.有研究认为, 生长素能促进植物叶片衰老.例如, 大豆(Glycine max)中衰老相关受体类激酶(GmSARK)的表达受到生长素的诱导, Gm- SARK在拟南芥中过量表达能够诱导植物叶片早衰, 生长素缺失突变体能延缓GmSARK过量表达植株的早衰表型(Xu et al., 2011); 拟南芥中受生长素诱导表达的基因SAUR36能够促进植物叶片衰老, SAUR- 36在衰老叶片中表达明显升高, 其功能缺失突变体表现出衰老延缓表型, 而过量表达植株则表现出早衰表型(Hou et al., 2013).另有研究则认为, 生长素能够抑制植物叶片衰老.例如, 拟南芥黄素单氧合酶基因YUCCA6过量表达植株35S:YUC6和激活突变体yuc6-1D植株中自由生长素含量增加, 能够延缓黑暗诱导的叶片衰老, 降低衰老相关标记基因SAG12的表达(Kim et al., 2011); SAUR39过量表达能导致植物体内生长素含量减少并且表现出早衰表型(Kant et al., 2009); 拟南芥生长素响应因子ARF2缺失突变体的莲座叶表现出衰老延缓表型(Ellis et al., 2005; Lim et al., 2010).此外, 生长素响应因子基因ARF1、ARF7以及ARF19也可促进叶片衰老(Li et al., 2012).本研究表明, 在ftsh4-4突变体中突变ARF2后能够恢复ftsh4-4的早衰表型, 表明ftsh4-4的叶片早衰表型也是由于高水平表达ARF2造成的. ...

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2009

... 目前, 关于拟南芥FtSH蛋白酶功能的研究主要集中在定位于叶绿体的FtSH蛋白, 而线粒体定位的FtSH蛋白酶的具体功能及其分子机制还不清楚.FtSH1通过清除D1片段调节光系统II的降解(Malnoe et al., 2014).FtSH2和FtSH5参与类囊体蛋白质的降解及质体发育过程, 2个基因的功能缺失会引起光保护机制的破坏和内囊体的发育异常, 并导致叶斑表型(Saka- moto et al., 2002).FtSH8和FtSH1分别与FtSH2和FtSH5存在功能冗余, 且FtSH2/FtSH8以及FtSH5/ FtSH1形成的复合体参与了光系统II反应中心蛋白D1的降解(Kato et al., 2009).2个不同的ftsh11突变体均表现出热敏感, 表明FtSH11可能在应对高温胁迫中发挥重要作用(Chen et al., 2006).相比其它类型的FtSH蛋白, FtSH2、3、5、10、11在植物生长发育及对环境的适应性中表现出更为重要的作用(Wagner et al., 2011).线粒体定位的FtSH3和FtSH10通过影响氧化磷酸化途径中相关复合体的活性来调控植物的正常发育(Piechota et al., 2010).在短日照条件下, 线粒体定位的FtSH4蛋白酶缺失突变体ftsh4-1中ROS (H2O2)含量增加, 造成拟南芥莲座叶形态发生改变(Gibala et al., 2009), 并且FtSH4能够通过影响过氧化物酶的积累来调控生长素的体内平衡, 进而调控拟南芥的株型(Zhang et al., 2014). ...

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2011

... 本研究表明, FtSH4基因插入突变体ftsh4-4在长日照条件下具有早衰表型, 且其叶片早衰表型能够被外源生长素所抑制, 提示FtSH4可能通过生长素正调控植物叶片衰老过程.生长素在调控植物叶片衰老中的功能一直存在争议.有研究认为, 生长素能促进植物叶片衰老.例如, 大豆(Glycine max)中衰老相关受体类激酶(GmSARK)的表达受到生长素的诱导, Gm- SARK在拟南芥中过量表达能够诱导植物叶片早衰, 生长素缺失突变体能延缓GmSARK过量表达植株的早衰表型(Xu et al., 2011); 拟南芥中受生长素诱导表达的基因SAUR36能够促进植物叶片衰老, SAUR- 36在衰老叶片中表达明显升高, 其功能缺失突变体表现出衰老延缓表型, 而过量表达植株则表现出早衰表型(Hou et al., 2013).另有研究则认为, 生长素能够抑制植物叶片衰老.例如, 拟南芥黄素单氧合酶基因YUCCA6过量表达植株35S:YUC6和激活突变体yuc6-1D植株中自由生长素含量增加, 能够延缓黑暗诱导的叶片衰老, 降低衰老相关标记基因SAG12的表达(Kim et al., 2011); SAUR39过量表达能导致植物体内生长素含量减少并且表现出早衰表型(Kant et al., 2009); 拟南芥生长素响应因子ARF2缺失突变体的莲座叶表现出衰老延缓表型(Ellis et al., 2005; Lim et al., 2010).此外, 生长素响应因子基因ARF1、ARF7以及ARF19也可促进叶片衰老(Li et al., 2012).本研究表明, 在ftsh4-4突变体中突变ARF2后能够恢复ftsh4-4的早衰表型, 表明ftsh4-4的叶片早衰表型也是由于高水平表达ARF2造成的. ...

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2002

... 植物中FtSH (filamentation temperature sensitive H)等ATP依赖的金属蛋白酶在植物生长发育过程中, 尤其是维持叶绿体和线粒体膜蛋白的完整性方面起重要作用(Nolden et al., 2005).拟南芥基因组共编码12个FtSH蛋白(Garcia-Lorenzo et al., 2006), 其中有8个定位在叶绿体(FtSH1、2、5-9和12), 3个定位在线粒体中(FtSH3、4和10), FtSH11同时存在于叶绿体和线粒体中(Kolodziejczak et al., 2002).我们前期的研究表明, 线粒体FtSH4基因突变会导致H2O2大量积累(Zhang et al., 2014), 叶片出现早衰表型(Zhang et al., 2017).本研究表明, H2O2清除剂和生长素能延缓ftsh4突变体的早衰表型, 提示该基因可能在H2O2与生长素调控叶片衰老过程中发挥重要作用.本研究通过细胞生物学和遗传学等方法, 在前期研究的基础上, 进一步对线粒体FtSH4通过生长素与H2O2调控叶片衰老的分子机制进行了深入研究. ...

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2000

... 植物通过各种机制调控体内IAA的平衡, 如生长素的生物合成、降解和转运以及IAA的氧化(Meudt and Gaines, 1967; Woodward and Bartel, 2005).许多研究认为, ROS是植物以及其它生物不同代谢过程中的重要信号分子, 可与植物激素及其它信号分子相互作用, 参与病原体防御、非生物胁迫耐受、气孔调节、发育、生长以及细胞增殖等代谢过程(Blomster et al., 2011; Suzuki et al., 2011; Sierla et al., 2013).生物/非生物胁迫能诱导植物体ROS的产生, 增加的ROS能改变体内生长素平衡, 进而导致植株株型发生变化(Potters et al., 2007).ROS不仅可通过调节参与生长素合成的相关酶活性来影响生长素的体内平衡, 同时也可以通过依赖H2O2产生的过氧化物酶氧化降解生长素(Ljung et al., 2002).植物过氧化物酶具有生长素氧化酶活性, 能够催化IAA与氧分子发生氧化反应, 从而氧化IAA (Savitsky et al., 1999).另外, H2O2也能够氧化植物体内的IAA, 催化其降解, 进而扰乱植物体内生长素的稳态平衡(Gazarian et al., 1998); 同时, H2O2能通过激活拟南芥中特殊的促分裂原活化蛋白激酶ANP1来抑制生长素活性(Ko- vtun et al., 2000); 而且H2O2能够以依赖蛋白酶体的方式调节MAPK级联信号, 降低生长素信号途径相关基因的表达, 从而负调控植物生长素信号途径(Naka- gami et al., 2006).拟南芥ntra/ntrb/cad2三突变体中ROS清除剂硫氧还蛋白和谷胱甘肽的含量降低, ROS含量升高, 内源生长素含量减少且表现出生长素缺陷相关表型(Bashandy et al., 2010).外源ROS处理能短暂地抑制拟南芥中的生长素信号, 且引发胁迫诱导的表型响应(Blomster et al., 2011).拟南芥线粒体产生的ROS能介导ABA和生长素相互作用, 调控主根生长和种子萌发(He et al., 2012).ftsh4-4突变体中有大量的H2O2积累, 过氧化物酶相关基因PRX33及PRX37的表达明显上调且过氧化物酶活性明显增强, 外施抗氧化剂能够抑制ftsh4-4突变体中的早衰表型.结合外源或者内源生长素均能恢复ftsh4-4的衰老表型, 暗示外源抗氧化剂可能是通过降低突变体内的ROS含量及过氧化物酶的活性, 进而恢复ftsh4-4体内的生长素水平并抑制ftsh4-4叶片的衰老.也有研究显示, 植物氧化胁迫相关基因的表达受到生长素的调控(Huang et al., 2008), 生长素能够调节植物体内抗氧化酶的含量(Joo et al., 2001).本研究还表明, 外源生长素处理或者提高内源生长素后不仅恢复了ftsh4-4突变体的表型, 而且降低了ftsh4-4突变体植株中H2O2含量以及过氧化物酶活性, 暗示着生长素在维持植物体内氧化还原平衡中可能也起重要作用.生长素如何调控植物体内ROS的含量是一个非常有趣的科学问题.在ftsh4-4中, 由于ARF2突变能够降低ftsh4-4的H2O2含量, 因此生长素很有可能是通过诸如ARF2等生长素响应因子来调控植物体内的ROS含量. ...

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2012

... 植物激素是叶片衰老的重要调节者, 改变植物体内的激素信号会导致叶片衰老表型发生变化(Li et al., 2012).植物激素可诱导或抑制叶片衰老, 乙烯(ethy- lene)、茉莉酸(JA)、脱落酸(ABA)和水杨酸(SA)可促进叶片衰老; 而生长素(auxin)、赤霉素(GA)和细胞分裂素(CKs)则延缓叶片衰老(Jibran et al., 2013).虽然已知生长素作为调控植物生长发育的重要激素参与叶片衰老调控, 但是相关的分子机制仍不清楚.有限的研究表明, 模式植物拟南芥(Arabidopsis thaliana)中, 生长素响应因子ARF2和ARF7参与植物衰老调控(Ellis et al., 2005; Okushima et al., 2007).活性氧(reactive oxygen species, ROS)的积累是植物细胞应对各种生物和非生物胁迫以及自然衰老过程做出的响应, 自然状态下的衰老及环境胁迫诱导的衰老过程均会产生大量的ROS (Apel and Hirt, 2004).其中, H2O2 (hydrogen peroxide)被认为是调控细胞程序性死亡的信号中介, 衰老叶片中H2O2含量明显增加(Zimmermann et al., 2006; Queval et al., 2007), 许多叶片衰老调控基因(如WRKY53和SAG21)的表达均受H2O2的诱导(Zentgraf et al., 2010; Salleh et al., 2012).ROS信号能够与植物激素信号形成复杂的调控网络, 在调控植物生长发育、衰老以及环境应答等过程中起重要作用(Mittler et al., 2011).如ROS信号与ABA和乙烯等激素相互作用调控正常及逆境胁迫条件下的植物叶片衰老过程(Wang and Song, 2008; Chen et al., 2012); 与生长素相互作用调控植物主根和侧根生长、种子萌发以及金属胁迫响应等过程(He et al., 2012; Yuan et al., 2013).但是ROS如何与生长素相互作用调控植物叶片衰老的分子机制尚不清楚. ...
... 本研究表明, FtSH4基因插入突变体ftsh4-4在长日照条件下具有早衰表型, 且其叶片早衰表型能够被外源生长素所抑制, 提示FtSH4可能通过生长素正调控植物叶片衰老过程.生长素在调控植物叶片衰老中的功能一直存在争议.有研究认为, 生长素能促进植物叶片衰老.例如, 大豆(Glycine max)中衰老相关受体类激酶(GmSARK)的表达受到生长素的诱导, Gm- SARK在拟南芥中过量表达能够诱导植物叶片早衰, 生长素缺失突变体能延缓GmSARK过量表达植株的早衰表型(Xu et al., 2011); 拟南芥中受生长素诱导表达的基因SAUR36能够促进植物叶片衰老, SAUR- 36在衰老叶片中表达明显升高, 其功能缺失突变体表现出衰老延缓表型, 而过量表达植株则表现出早衰表型(Hou et al., 2013).另有研究则认为, 生长素能够抑制植物叶片衰老.例如, 拟南芥黄素单氧合酶基因YUCCA6过量表达植株35S:YUC6和激活突变体yuc6-1D植株中自由生长素含量增加, 能够延缓黑暗诱导的叶片衰老, 降低衰老相关标记基因SAG12的表达(Kim et al., 2011); SAUR39过量表达能导致植物体内生长素含量减少并且表现出早衰表型(Kant et al., 2009); 拟南芥生长素响应因子ARF2缺失突变体的莲座叶表现出衰老延缓表型(Ellis et al., 2005; Lim et al., 2010).此外, 生长素响应因子基因ARF1、ARF7以及ARF19也可促进叶片衰老(Li et al., 2012).本研究表明, 在ftsh4-4突变体中突变ARF2后能够恢复ftsh4-4的早衰表型, 表明ftsh4-4的叶片早衰表型也是由于高水平表达ARF2造成的. ...

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2007

... 植物叶片衰老是一种依赖年龄的细胞程序性退化和降解过程, 能够引起植物体内的代谢紊乱并最终导致植物器官或整株死亡(Lim et al., 2007).植物叶片在衰老过程中, 由于细胞质膜和液泡膜以及叶绿体等细胞器发生瓦解, 破坏了细胞的内稳态, 最终导致衰老叶片细胞死亡.叶片衰老相关代谢变化包括叶绿素降解、叶片黄化, 还有蛋白质、脂质、核酸以及其它生物大分子的水解(Ren et al., 2010; Watanabe et al., 2013).叶片衰老以依赖年龄的方式进行, 属于程序性细胞死亡的一种, 受到各种外部环境因素和内部因素的诱导(Guo and Gan, 2012).影响植物叶片衰老的内部因素包括各种植物激素、植物体内的氧化还原状态以及依赖年龄的内源发育信号(Lim et al., 2007). ...
... ).影响植物叶片衰老的内部因素包括各种植物激素、植物体内的氧化还原状态以及依赖年龄的内源发育信号(Lim et al., 2007). ...

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2010

... 本研究表明, FtSH4基因插入突变体ftsh4-4在长日照条件下具有早衰表型, 且其叶片早衰表型能够被外源生长素所抑制, 提示FtSH4可能通过生长素正调控植物叶片衰老过程.生长素在调控植物叶片衰老中的功能一直存在争议.有研究认为, 生长素能促进植物叶片衰老.例如, 大豆(Glycine max)中衰老相关受体类激酶(GmSARK)的表达受到生长素的诱导, Gm- SARK在拟南芥中过量表达能够诱导植物叶片早衰, 生长素缺失突变体能延缓GmSARK过量表达植株的早衰表型(Xu et al., 2011); 拟南芥中受生长素诱导表达的基因SAUR36能够促进植物叶片衰老, SAUR- 36在衰老叶片中表达明显升高, 其功能缺失突变体表现出衰老延缓表型, 而过量表达植株则表现出早衰表型(Hou et al., 2013).另有研究则认为, 生长素能够抑制植物叶片衰老.例如, 拟南芥黄素单氧合酶基因YUCCA6过量表达植株35S:YUC6和激活突变体yuc6-1D植株中自由生长素含量增加, 能够延缓黑暗诱导的叶片衰老, 降低衰老相关标记基因SAG12的表达(Kim et al., 2011); SAUR39过量表达能导致植物体内生长素含量减少并且表现出早衰表型(Kant et al., 2009); 拟南芥生长素响应因子ARF2缺失突变体的莲座叶表现出衰老延缓表型(Ellis et al., 2005; Lim et al., 2010).此外, 生长素响应因子基因ARF1、ARF7以及ARF19也可促进叶片衰老(Li et al., 2012).本研究表明, 在ftsh4-4突变体中突变ARF2后能够恢复ftsh4-4的早衰表型, 表明ftsh4-4的叶片早衰表型也是由于高水平表达ARF2造成的. ...

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2002

... 植物通过各种机制调控体内IAA的平衡, 如生长素的生物合成、降解和转运以及IAA的氧化(Meudt and Gaines, 1967; Woodward and Bartel, 2005).许多研究认为, ROS是植物以及其它生物不同代谢过程中的重要信号分子, 可与植物激素及其它信号分子相互作用, 参与病原体防御、非生物胁迫耐受、气孔调节、发育、生长以及细胞增殖等代谢过程(Blomster et al., 2011; Suzuki et al., 2011; Sierla et al., 2013).生物/非生物胁迫能诱导植物体ROS的产生, 增加的ROS能改变体内生长素平衡, 进而导致植株株型发生变化(Potters et al., 2007).ROS不仅可通过调节参与生长素合成的相关酶活性来影响生长素的体内平衡, 同时也可以通过依赖H2O2产生的过氧化物酶氧化降解生长素(Ljung et al., 2002).植物过氧化物酶具有生长素氧化酶活性, 能够催化IAA与氧分子发生氧化反应, 从而氧化IAA (Savitsky et al., 1999).另外, H2O2也能够氧化植物体内的IAA, 催化其降解, 进而扰乱植物体内生长素的稳态平衡(Gazarian et al., 1998); 同时, H2O2能通过激活拟南芥中特殊的促分裂原活化蛋白激酶ANP1来抑制生长素活性(Ko- vtun et al., 2000); 而且H2O2能够以依赖蛋白酶体的方式调节MAPK级联信号, 降低生长素信号途径相关基因的表达, 从而负调控植物生长素信号途径(Naka- gami et al., 2006).拟南芥ntra/ntrb/cad2三突变体中ROS清除剂硫氧还蛋白和谷胱甘肽的含量降低, ROS含量升高, 内源生长素含量减少且表现出生长素缺陷相关表型(Bashandy et al., 2010).外源ROS处理能短暂地抑制拟南芥中的生长素信号, 且引发胁迫诱导的表型响应(Blomster et al., 2011).拟南芥线粒体产生的ROS能介导ABA和生长素相互作用, 调控主根生长和种子萌发(He et al., 2012).ftsh4-4突变体中有大量的H2O2积累, 过氧化物酶相关基因PRX33及PRX37的表达明显上调且过氧化物酶活性明显增强, 外施抗氧化剂能够抑制ftsh4-4突变体中的早衰表型.结合外源或者内源生长素均能恢复ftsh4-4的衰老表型, 暗示外源抗氧化剂可能是通过降低突变体内的ROS含量及过氧化物酶的活性, 进而恢复ftsh4-4体内的生长素水平并抑制ftsh4-4叶片的衰老.也有研究显示, 植物氧化胁迫相关基因的表达受到生长素的调控(Huang et al., 2008), 生长素能够调节植物体内抗氧化酶的含量(Joo et al., 2001).本研究还表明, 外源生长素处理或者提高内源生长素后不仅恢复了ftsh4-4突变体的表型, 而且降低了ftsh4-4突变体植株中H2O2含量以及过氧化物酶活性, 暗示着生长素在维持植物体内氧化还原平衡中可能也起重要作用.生长素如何调控植物体内ROS的含量是一个非常有趣的科学问题.在ftsh4-4中, 由于ARF2突变能够降低ftsh4-4的H2O2含量, 因此生长素很有可能是通过诸如ARF2等生长素响应因子来调控植物体内的ROS含量. ...

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2014

... 目前, 关于拟南芥FtSH蛋白酶功能的研究主要集中在定位于叶绿体的FtSH蛋白, 而线粒体定位的FtSH蛋白酶的具体功能及其分子机制还不清楚.FtSH1通过清除D1片段调节光系统II的降解(Malnoe et al., 2014).FtSH2和FtSH5参与类囊体蛋白质的降解及质体发育过程, 2个基因的功能缺失会引起光保护机制的破坏和内囊体的发育异常, 并导致叶斑表型(Saka- moto et al., 2002).FtSH8和FtSH1分别与FtSH2和FtSH5存在功能冗余, 且FtSH2/FtSH8以及FtSH5/ FtSH1形成的复合体参与了光系统II反应中心蛋白D1的降解(Kato et al., 2009).2个不同的ftsh11突变体均表现出热敏感, 表明FtSH11可能在应对高温胁迫中发挥重要作用(Chen et al., 2006).相比其它类型的FtSH蛋白, FtSH2、3、5、10、11在植物生长发育及对环境的适应性中表现出更为重要的作用(Wagner et al., 2011).线粒体定位的FtSH3和FtSH10通过影响氧化磷酸化途径中相关复合体的活性来调控植物的正常发育(Piechota et al., 2010).在短日照条件下, 线粒体定位的FtSH4蛋白酶缺失突变体ftsh4-1中ROS (H2O2)含量增加, 造成拟南芥莲座叶形态发生改变(Gibala et al., 2009), 并且FtSH4能够通过影响过氧化物酶的积累来调控生长素的体内平衡, 进而调控拟南芥的株型(Zhang et al., 2014). ...

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1967

... 植物通过各种机制调控体内IAA的平衡, 如生长素的生物合成、降解和转运以及IAA的氧化(Meudt and Gaines, 1967; Woodward and Bartel, 2005).许多研究认为, ROS是植物以及其它生物不同代谢过程中的重要信号分子, 可与植物激素及其它信号分子相互作用, 参与病原体防御、非生物胁迫耐受、气孔调节、发育、生长以及细胞增殖等代谢过程(Blomster et al., 2011; Suzuki et al., 2011; Sierla et al., 2013).生物/非生物胁迫能诱导植物体ROS的产生, 增加的ROS能改变体内生长素平衡, 进而导致植株株型发生变化(Potters et al., 2007).ROS不仅可通过调节参与生长素合成的相关酶活性来影响生长素的体内平衡, 同时也可以通过依赖H2O2产生的过氧化物酶氧化降解生长素(Ljung et al., 2002).植物过氧化物酶具有生长素氧化酶活性, 能够催化IAA与氧分子发生氧化反应, 从而氧化IAA (Savitsky et al., 1999).另外, H2O2也能够氧化植物体内的IAA, 催化其降解, 进而扰乱植物体内生长素的稳态平衡(Gazarian et al., 1998); 同时, H2O2能通过激活拟南芥中特殊的促分裂原活化蛋白激酶ANP1来抑制生长素活性(Ko- vtun et al., 2000); 而且H2O2能够以依赖蛋白酶体的方式调节MAPK级联信号, 降低生长素信号途径相关基因的表达, 从而负调控植物生长素信号途径(Naka- gami et al., 2006).拟南芥ntra/ntrb/cad2三突变体中ROS清除剂硫氧还蛋白和谷胱甘肽的含量降低, ROS含量升高, 内源生长素含量减少且表现出生长素缺陷相关表型(Bashandy et al., 2010).外源ROS处理能短暂地抑制拟南芥中的生长素信号, 且引发胁迫诱导的表型响应(Blomster et al., 2011).拟南芥线粒体产生的ROS能介导ABA和生长素相互作用, 调控主根生长和种子萌发(He et al., 2012).ftsh4-4突变体中有大量的H2O2积累, 过氧化物酶相关基因PRX33及PRX37的表达明显上调且过氧化物酶活性明显增强, 外施抗氧化剂能够抑制ftsh4-4突变体中的早衰表型.结合外源或者内源生长素均能恢复ftsh4-4的衰老表型, 暗示外源抗氧化剂可能是通过降低突变体内的ROS含量及过氧化物酶的活性, 进而恢复ftsh4-4体内的生长素水平并抑制ftsh4-4叶片的衰老.也有研究显示, 植物氧化胁迫相关基因的表达受到生长素的调控(Huang et al., 2008), 生长素能够调节植物体内抗氧化酶的含量(Joo et al., 2001).本研究还表明, 外源生长素处理或者提高内源生长素后不仅恢复了ftsh4-4突变体的表型, 而且降低了ftsh4-4突变体植株中H2O2含量以及过氧化物酶活性, 暗示着生长素在维持植物体内氧化还原平衡中可能也起重要作用.生长素如何调控植物体内ROS的含量是一个非常有趣的科学问题.在ftsh4-4中, 由于ARF2突变能够降低ftsh4-4的H2O2含量, 因此生长素很有可能是通过诸如ARF2等生长素响应因子来调控植物体内的ROS含量. ...

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2011

... 植物激素是叶片衰老的重要调节者, 改变植物体内的激素信号会导致叶片衰老表型发生变化(Li et al., 2012).植物激素可诱导或抑制叶片衰老, 乙烯(ethy- lene)、茉莉酸(JA)、脱落酸(ABA)和水杨酸(SA)可促进叶片衰老; 而生长素(auxin)、赤霉素(GA)和细胞分裂素(CKs)则延缓叶片衰老(Jibran et al., 2013).虽然已知生长素作为调控植物生长发育的重要激素参与叶片衰老调控, 但是相关的分子机制仍不清楚.有限的研究表明, 模式植物拟南芥(Arabidopsis thaliana)中, 生长素响应因子ARF2和ARF7参与植物衰老调控(Ellis et al., 2005; Okushima et al., 2007).活性氧(reactive oxygen species, ROS)的积累是植物细胞应对各种生物和非生物胁迫以及自然衰老过程做出的响应, 自然状态下的衰老及环境胁迫诱导的衰老过程均会产生大量的ROS (Apel and Hirt, 2004).其中, H2O2 (hydrogen peroxide)被认为是调控细胞程序性死亡的信号中介, 衰老叶片中H2O2含量明显增加(Zimmermann et al., 2006; Queval et al., 2007), 许多叶片衰老调控基因(如WRKY53和SAG21)的表达均受H2O2的诱导(Zentgraf et al., 2010; Salleh et al., 2012).ROS信号能够与植物激素信号形成复杂的调控网络, 在调控植物生长发育、衰老以及环境应答等过程中起重要作用(Mittler et al., 2011).如ROS信号与ABA和乙烯等激素相互作用调控正常及逆境胁迫条件下的植物叶片衰老过程(Wang and Song, 2008; Chen et al., 2012); 与生长素相互作用调控植物主根和侧根生长、种子萌发以及金属胁迫响应等过程(He et al., 2012; Yuan et al., 2013).但是ROS如何与生长素相互作用调控植物叶片衰老的分子机制尚不清楚. ...

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2006

... 植物通过各种机制调控体内IAA的平衡, 如生长素的生物合成、降解和转运以及IAA的氧化(Meudt and Gaines, 1967; Woodward and Bartel, 2005).许多研究认为, ROS是植物以及其它生物不同代谢过程中的重要信号分子, 可与植物激素及其它信号分子相互作用, 参与病原体防御、非生物胁迫耐受、气孔调节、发育、生长以及细胞增殖等代谢过程(Blomster et al., 2011; Suzuki et al., 2011; Sierla et al., 2013).生物/非生物胁迫能诱导植物体ROS的产生, 增加的ROS能改变体内生长素平衡, 进而导致植株株型发生变化(Potters et al., 2007).ROS不仅可通过调节参与生长素合成的相关酶活性来影响生长素的体内平衡, 同时也可以通过依赖H2O2产生的过氧化物酶氧化降解生长素(Ljung et al., 2002).植物过氧化物酶具有生长素氧化酶活性, 能够催化IAA与氧分子发生氧化反应, 从而氧化IAA (Savitsky et al., 1999).另外, H2O2也能够氧化植物体内的IAA, 催化其降解, 进而扰乱植物体内生长素的稳态平衡(Gazarian et al., 1998); 同时, H2O2能通过激活拟南芥中特殊的促分裂原活化蛋白激酶ANP1来抑制生长素活性(Ko- vtun et al., 2000); 而且H2O2能够以依赖蛋白酶体的方式调节MAPK级联信号, 降低生长素信号途径相关基因的表达, 从而负调控植物生长素信号途径(Naka- gami et al., 2006).拟南芥ntra/ntrb/cad2三突变体中ROS清除剂硫氧还蛋白和谷胱甘肽的含量降低, ROS含量升高, 内源生长素含量减少且表现出生长素缺陷相关表型(Bashandy et al., 2010).外源ROS处理能短暂地抑制拟南芥中的生长素信号, 且引发胁迫诱导的表型响应(Blomster et al., 2011).拟南芥线粒体产生的ROS能介导ABA和生长素相互作用, 调控主根生长和种子萌发(He et al., 2012).ftsh4-4突变体中有大量的H2O2积累, 过氧化物酶相关基因PRX33及PRX37的表达明显上调且过氧化物酶活性明显增强, 外施抗氧化剂能够抑制ftsh4-4突变体中的早衰表型.结合外源或者内源生长素均能恢复ftsh4-4的衰老表型, 暗示外源抗氧化剂可能是通过降低突变体内的ROS含量及过氧化物酶的活性, 进而恢复ftsh4-4体内的生长素水平并抑制ftsh4-4叶片的衰老.也有研究显示, 植物氧化胁迫相关基因的表达受到生长素的调控(Huang et al., 2008), 生长素能够调节植物体内抗氧化酶的含量(Joo et al., 2001).本研究还表明, 外源生长素处理或者提高内源生长素后不仅恢复了ftsh4-4突变体的表型, 而且降低了ftsh4-4突变体植株中H2O2含量以及过氧化物酶活性, 暗示着生长素在维持植物体内氧化还原平衡中可能也起重要作用.生长素如何调控植物体内ROS的含量是一个非常有趣的科学问题.在ftsh4-4中, 由于ARF2突变能够降低ftsh4-4的H2O2含量, 因此生长素很有可能是通过诸如ARF2等生长素响应因子来调控植物体内的ROS含量. ...

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2005

... 植物中FtSH (filamentation temperature sensitive H)等ATP依赖的金属蛋白酶在植物生长发育过程中, 尤其是维持叶绿体和线粒体膜蛋白的完整性方面起重要作用(Nolden et al., 2005).拟南芥基因组共编码12个FtSH蛋白(Garcia-Lorenzo et al., 2006), 其中有8个定位在叶绿体(FtSH1、2、5-9和12), 3个定位在线粒体中(FtSH3、4和10), FtSH11同时存在于叶绿体和线粒体中(Kolodziejczak et al., 2002).我们前期的研究表明, 线粒体FtSH4基因突变会导致H2O2大量积累(Zhang et al., 2014), 叶片出现早衰表型(Zhang et al., 2017).本研究表明, H2O2清除剂和生长素能延缓ftsh4突变体的早衰表型, 提示该基因可能在H2O2与生长素调控叶片衰老过程中发挥重要作用.本研究通过细胞生物学和遗传学等方法, 在前期研究的基础上, 进一步对线粒体FtSH4通过生长素与H2O2调控叶片衰老的分子机制进行了深入研究. ...

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2007

... 植物激素是叶片衰老的重要调节者, 改变植物体内的激素信号会导致叶片衰老表型发生变化(Li et al., 2012).植物激素可诱导或抑制叶片衰老, 乙烯(ethy- lene)、茉莉酸(JA)、脱落酸(ABA)和水杨酸(SA)可促进叶片衰老; 而生长素(auxin)、赤霉素(GA)和细胞分裂素(CKs)则延缓叶片衰老(Jibran et al., 2013).虽然已知生长素作为调控植物生长发育的重要激素参与叶片衰老调控, 但是相关的分子机制仍不清楚.有限的研究表明, 模式植物拟南芥(Arabidopsis thaliana)中, 生长素响应因子ARF2和ARF7参与植物衰老调控(Ellis et al., 2005; Okushima et al., 2007).活性氧(reactive oxygen species, ROS)的积累是植物细胞应对各种生物和非生物胁迫以及自然衰老过程做出的响应, 自然状态下的衰老及环境胁迫诱导的衰老过程均会产生大量的ROS (Apel and Hirt, 2004).其中, H2O2 (hydrogen peroxide)被认为是调控细胞程序性死亡的信号中介, 衰老叶片中H2O2含量明显增加(Zimmermann et al., 2006; Queval et al., 2007), 许多叶片衰老调控基因(如WRKY53和SAG21)的表达均受H2O2的诱导(Zentgraf et al., 2010; Salleh et al., 2012).ROS信号能够与植物激素信号形成复杂的调控网络, 在调控植物生长发育、衰老以及环境应答等过程中起重要作用(Mittler et al., 2011).如ROS信号与ABA和乙烯等激素相互作用调控正常及逆境胁迫条件下的植物叶片衰老过程(Wang and Song, 2008; Chen et al., 2012); 与生长素相互作用调控植物主根和侧根生长、种子萌发以及金属胁迫响应等过程(He et al., 2012; Yuan et al., 2013).但是ROS如何与生长素相互作用调控植物叶片衰老的分子机制尚不清楚. ...

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2010

... 目前, 关于拟南芥FtSH蛋白酶功能的研究主要集中在定位于叶绿体的FtSH蛋白, 而线粒体定位的FtSH蛋白酶的具体功能及其分子机制还不清楚.FtSH1通过清除D1片段调节光系统II的降解(Malnoe et al., 2014).FtSH2和FtSH5参与类囊体蛋白质的降解及质体发育过程, 2个基因的功能缺失会引起光保护机制的破坏和内囊体的发育异常, 并导致叶斑表型(Saka- moto et al., 2002).FtSH8和FtSH1分别与FtSH2和FtSH5存在功能冗余, 且FtSH2/FtSH8以及FtSH5/ FtSH1形成的复合体参与了光系统II反应中心蛋白D1的降解(Kato et al., 2009).2个不同的ftsh11突变体均表现出热敏感, 表明FtSH11可能在应对高温胁迫中发挥重要作用(Chen et al., 2006).相比其它类型的FtSH蛋白, FtSH2、3、5、10、11在植物生长发育及对环境的适应性中表现出更为重要的作用(Wagner et al., 2011).线粒体定位的FtSH3和FtSH10通过影响氧化磷酸化途径中相关复合体的活性来调控植物的正常发育(Piechota et al., 2010).在短日照条件下, 线粒体定位的FtSH4蛋白酶缺失突变体ftsh4-1中ROS (H2O2)含量增加, 造成拟南芥莲座叶形态发生改变(Gibala et al., 2009), 并且FtSH4能够通过影响过氧化物酶的积累来调控生长素的体内平衡, 进而调控拟南芥的株型(Zhang et al., 2014). ...

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2007

... 植物通过各种机制调控体内IAA的平衡, 如生长素的生物合成、降解和转运以及IAA的氧化(Meudt and Gaines, 1967; Woodward and Bartel, 2005).许多研究认为, ROS是植物以及其它生物不同代谢过程中的重要信号分子, 可与植物激素及其它信号分子相互作用, 参与病原体防御、非生物胁迫耐受、气孔调节、发育、生长以及细胞增殖等代谢过程(Blomster et al., 2011; Suzuki et al., 2011; Sierla et al., 2013).生物/非生物胁迫能诱导植物体ROS的产生, 增加的ROS能改变体内生长素平衡, 进而导致植株株型发生变化(Potters et al., 2007).ROS不仅可通过调节参与生长素合成的相关酶活性来影响生长素的体内平衡, 同时也可以通过依赖H2O2产生的过氧化物酶氧化降解生长素(Ljung et al., 2002).植物过氧化物酶具有生长素氧化酶活性, 能够催化IAA与氧分子发生氧化反应, 从而氧化IAA (Savitsky et al., 1999).另外, H2O2也能够氧化植物体内的IAA, 催化其降解, 进而扰乱植物体内生长素的稳态平衡(Gazarian et al., 1998); 同时, H2O2能通过激活拟南芥中特殊的促分裂原活化蛋白激酶ANP1来抑制生长素活性(Ko- vtun et al., 2000); 而且H2O2能够以依赖蛋白酶体的方式调节MAPK级联信号, 降低生长素信号途径相关基因的表达, 从而负调控植物生长素信号途径(Naka- gami et al., 2006).拟南芥ntra/ntrb/cad2三突变体中ROS清除剂硫氧还蛋白和谷胱甘肽的含量降低, ROS含量升高, 内源生长素含量减少且表现出生长素缺陷相关表型(Bashandy et al., 2010).外源ROS处理能短暂地抑制拟南芥中的生长素信号, 且引发胁迫诱导的表型响应(Blomster et al., 2011).拟南芥线粒体产生的ROS能介导ABA和生长素相互作用, 调控主根生长和种子萌发(He et al., 2012).ftsh4-4突变体中有大量的H2O2积累, 过氧化物酶相关基因PRX33及PRX37的表达明显上调且过氧化物酶活性明显增强, 外施抗氧化剂能够抑制ftsh4-4突变体中的早衰表型.结合外源或者内源生长素均能恢复ftsh4-4的衰老表型, 暗示外源抗氧化剂可能是通过降低突变体内的ROS含量及过氧化物酶的活性, 进而恢复ftsh4-4体内的生长素水平并抑制ftsh4-4叶片的衰老.也有研究显示, 植物氧化胁迫相关基因的表达受到生长素的调控(Huang et al., 2008), 生长素能够调节植物体内抗氧化酶的含量(Joo et al., 2001).本研究还表明, 外源生长素处理或者提高内源生长素后不仅恢复了ftsh4-4突变体的表型, 而且降低了ftsh4-4突变体植株中H2O2含量以及过氧化物酶活性, 暗示着生长素在维持植物体内氧化还原平衡中可能也起重要作用.生长素如何调控植物体内ROS的含量是一个非常有趣的科学问题.在ftsh4-4中, 由于ARF2突变能够降低ftsh4-4的H2O2含量, 因此生长素很有可能是通过诸如ARF2等生长素响应因子来调控植物体内的ROS含量. ...

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2007

... 植物激素是叶片衰老的重要调节者, 改变植物体内的激素信号会导致叶片衰老表型发生变化(Li et al., 2012).植物激素可诱导或抑制叶片衰老, 乙烯(ethy- lene)、茉莉酸(JA)、脱落酸(ABA)和水杨酸(SA)可促进叶片衰老; 而生长素(auxin)、赤霉素(GA)和细胞分裂素(CKs)则延缓叶片衰老(Jibran et al., 2013).虽然已知生长素作为调控植物生长发育的重要激素参与叶片衰老调控, 但是相关的分子机制仍不清楚.有限的研究表明, 模式植物拟南芥(Arabidopsis thaliana)中, 生长素响应因子ARF2和ARF7参与植物衰老调控(Ellis et al., 2005; Okushima et al., 2007).活性氧(reactive oxygen species, ROS)的积累是植物细胞应对各种生物和非生物胁迫以及自然衰老过程做出的响应, 自然状态下的衰老及环境胁迫诱导的衰老过程均会产生大量的ROS (Apel and Hirt, 2004).其中, H2O2 (hydrogen peroxide)被认为是调控细胞程序性死亡的信号中介, 衰老叶片中H2O2含量明显增加(Zimmermann et al., 2006; Queval et al., 2007), 许多叶片衰老调控基因(如WRKY53和SAG21)的表达均受H2O2的诱导(Zentgraf et al., 2010; Salleh et al., 2012).ROS信号能够与植物激素信号形成复杂的调控网络, 在调控植物生长发育、衰老以及环境应答等过程中起重要作用(Mittler et al., 2011).如ROS信号与ABA和乙烯等激素相互作用调控正常及逆境胁迫条件下的植物叶片衰老过程(Wang and Song, 2008; Chen et al., 2012); 与生长素相互作用调控植物主根和侧根生长、种子萌发以及金属胁迫响应等过程(He et al., 2012; Yuan et al., 2013).但是ROS如何与生长素相互作用调控植物叶片衰老的分子机制尚不清楚. ...

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2010

... 植物叶片衰老是一种依赖年龄的细胞程序性退化和降解过程, 能够引起植物体内的代谢紊乱并最终导致植物器官或整株死亡(Lim et al., 2007).植物叶片在衰老过程中, 由于细胞质膜和液泡膜以及叶绿体等细胞器发生瓦解, 破坏了细胞的内稳态, 最终导致衰老叶片细胞死亡.叶片衰老相关代谢变化包括叶绿素降解、叶片黄化, 还有蛋白质、脂质、核酸以及其它生物大分子的水解(Ren et al., 2010; Watanabe et al., 2013).叶片衰老以依赖年龄的方式进行, 属于程序性细胞死亡的一种, 受到各种外部环境因素和内部因素的诱导(Guo and Gan, 2012).影响植物叶片衰老的内部因素包括各种植物激素、植物体内的氧化还原状态以及依赖年龄的内源发育信号(Lim et al., 2007). ...

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1995

... 为了进一步确定ftsh4-4突变体表现出的早衰表型是由IAA含量减少引起的, 我们构建了iaaM-ftsh4-4转基因植株(Zhang et al., 2014).iaaM编码色氨酸单加氧酶(IAAM), IAAM是生长素合成途径吲哚乙酰胺途径中的关键酶, 能催化色氨酸转化为吲哚乙酰胺(IAM), 随后IAM再通过吲哚乙酰胺水解酶(IAAH)水解成IAA (Camilleri and Jouanin, 1991; Romano et al., 1995).与ftsh4-4突变体相比, iaaM-ftsh4-4转基因植株中内源IAA含量增加(Zhang et al., 2014).iaaM-ftsh4-4能恢复ftsh4-4突变体的叶片早衰表型, 表现出与WT一致的表型(图4A).对4周龄拟南芥植株莲座叶进行乳酚-台盼蓝染色, 结果显示, 与ftsh4-4突变体相比, iaaM-ftsh4-4转基因植物细胞死亡数目明显减少(图4B), 并且iaaM-ftsh4-4植株的叶绿素 含量(图4C)及相对电导率(图4D)等衰老生理指标均 恢复到与野生型相同的正常水平.我们还利用qRT- PCR检测了生长4周的WT、ftsh4-4和iaaM-ftsh4-4植株莲座叶中衰老相关标记基因SAG12、SAG13、SAG101、SEN1及SEN4的表达水平, 发现与WT相比, ftsh4-4突变体植株莲座叶中SAG12、SAG13、SEN1及SEN4表达量分别增加了440倍、4.2倍、3.7倍和1.3倍, 而iaaM-ftsh4-4能明显将ftsh4-4突变体中SAG12、SAG13、SEN1及SEN4的表达水平降低到WT水平(图4E).以上结果表明, 增加内源生长素含量能恢复ftsh4-4突变体的早衰表型, 即ftsh4-4突变体表现出的早衰表型确实是由于IAA含量减少引起的. ...

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2002

... 目前, 关于拟南芥FtSH蛋白酶功能的研究主要集中在定位于叶绿体的FtSH蛋白, 而线粒体定位的FtSH蛋白酶的具体功能及其分子机制还不清楚.FtSH1通过清除D1片段调节光系统II的降解(Malnoe et al., 2014).FtSH2和FtSH5参与类囊体蛋白质的降解及质体发育过程, 2个基因的功能缺失会引起光保护机制的破坏和内囊体的发育异常, 并导致叶斑表型(Saka- moto et al., 2002).FtSH8和FtSH1分别与FtSH2和FtSH5存在功能冗余, 且FtSH2/FtSH8以及FtSH5/ FtSH1形成的复合体参与了光系统II反应中心蛋白D1的降解(Kato et al., 2009).2个不同的ftsh11突变体均表现出热敏感, 表明FtSH11可能在应对高温胁迫中发挥重要作用(Chen et al., 2006).相比其它类型的FtSH蛋白, FtSH2、3、5、10、11在植物生长发育及对环境的适应性中表现出更为重要的作用(Wagner et al., 2011).线粒体定位的FtSH3和FtSH10通过影响氧化磷酸化途径中相关复合体的活性来调控植物的正常发育(Piechota et al., 2010).在短日照条件下, 线粒体定位的FtSH4蛋白酶缺失突变体ftsh4-1中ROS (H2O2)含量增加, 造成拟南芥莲座叶形态发生改变(Gibala et al., 2009), 并且FtSH4能够通过影响过氧化物酶的积累来调控生长素的体内平衡, 进而调控拟南芥的株型(Zhang et al., 2014). ...

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2012

... 植物激素是叶片衰老的重要调节者, 改变植物体内的激素信号会导致叶片衰老表型发生变化(Li et al., 2012).植物激素可诱导或抑制叶片衰老, 乙烯(ethy- lene)、茉莉酸(JA)、脱落酸(ABA)和水杨酸(SA)可促进叶片衰老; 而生长素(auxin)、赤霉素(GA)和细胞分裂素(CKs)则延缓叶片衰老(Jibran et al., 2013).虽然已知生长素作为调控植物生长发育的重要激素参与叶片衰老调控, 但是相关的分子机制仍不清楚.有限的研究表明, 模式植物拟南芥(Arabidopsis thaliana)中, 生长素响应因子ARF2和ARF7参与植物衰老调控(Ellis et al., 2005; Okushima et al., 2007).活性氧(reactive oxygen species, ROS)的积累是植物细胞应对各种生物和非生物胁迫以及自然衰老过程做出的响应, 自然状态下的衰老及环境胁迫诱导的衰老过程均会产生大量的ROS (Apel and Hirt, 2004).其中, H2O2 (hydrogen peroxide)被认为是调控细胞程序性死亡的信号中介, 衰老叶片中H2O2含量明显增加(Zimmermann et al., 2006; Queval et al., 2007), 许多叶片衰老调控基因(如WRKY53和SAG21)的表达均受H2O2的诱导(Zentgraf et al., 2010; Salleh et al., 2012).ROS信号能够与植物激素信号形成复杂的调控网络, 在调控植物生长发育、衰老以及环境应答等过程中起重要作用(Mittler et al., 2011).如ROS信号与ABA和乙烯等激素相互作用调控正常及逆境胁迫条件下的植物叶片衰老过程(Wang and Song, 2008; Chen et al., 2012); 与生长素相互作用调控植物主根和侧根生长、种子萌发以及金属胁迫响应等过程(He et al., 2012; Yuan et al., 2013).但是ROS如何与生长素相互作用调控植物叶片衰老的分子机制尚不清楚. ...

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1999

... 植物通过各种机制调控体内IAA的平衡, 如生长素的生物合成、降解和转运以及IAA的氧化(Meudt and Gaines, 1967; Woodward and Bartel, 2005).许多研究认为, ROS是植物以及其它生物不同代谢过程中的重要信号分子, 可与植物激素及其它信号分子相互作用, 参与病原体防御、非生物胁迫耐受、气孔调节、发育、生长以及细胞增殖等代谢过程(Blomster et al., 2011; Suzuki et al., 2011; Sierla et al., 2013).生物/非生物胁迫能诱导植物体ROS的产生, 增加的ROS能改变体内生长素平衡, 进而导致植株株型发生变化(Potters et al., 2007).ROS不仅可通过调节参与生长素合成的相关酶活性来影响生长素的体内平衡, 同时也可以通过依赖H2O2产生的过氧化物酶氧化降解生长素(Ljung et al., 2002).植物过氧化物酶具有生长素氧化酶活性, 能够催化IAA与氧分子发生氧化反应, 从而氧化IAA (Savitsky et al., 1999).另外, H2O2也能够氧化植物体内的IAA, 催化其降解, 进而扰乱植物体内生长素的稳态平衡(Gazarian et al., 1998); 同时, H2O2能通过激活拟南芥中特殊的促分裂原活化蛋白激酶ANP1来抑制生长素活性(Ko- vtun et al., 2000); 而且H2O2能够以依赖蛋白酶体的方式调节MAPK级联信号, 降低生长素信号途径相关基因的表达, 从而负调控植物生长素信号途径(Naka- gami et al., 2006).拟南芥ntra/ntrb/cad2三突变体中ROS清除剂硫氧还蛋白和谷胱甘肽的含量降低, ROS含量升高, 内源生长素含量减少且表现出生长素缺陷相关表型(Bashandy et al., 2010).外源ROS处理能短暂地抑制拟南芥中的生长素信号, 且引发胁迫诱导的表型响应(Blomster et al., 2011).拟南芥线粒体产生的ROS能介导ABA和生长素相互作用, 调控主根生长和种子萌发(He et al., 2012).ftsh4-4突变体中有大量的H2O2积累, 过氧化物酶相关基因PRX33及PRX37的表达明显上调且过氧化物酶活性明显增强, 外施抗氧化剂能够抑制ftsh4-4突变体中的早衰表型.结合外源或者内源生长素均能恢复ftsh4-4的衰老表型, 暗示外源抗氧化剂可能是通过降低突变体内的ROS含量及过氧化物酶的活性, 进而恢复ftsh4-4体内的生长素水平并抑制ftsh4-4叶片的衰老.也有研究显示, 植物氧化胁迫相关基因的表达受到生长素的调控(Huang et al., 2008), 生长素能够调节植物体内抗氧化酶的含量(Joo et al., 2001).本研究还表明, 外源生长素处理或者提高内源生长素后不仅恢复了ftsh4-4突变体的表型, 而且降低了ftsh4-4突变体植株中H2O2含量以及过氧化物酶活性, 暗示着生长素在维持植物体内氧化还原平衡中可能也起重要作用.生长素如何调控植物体内ROS的含量是一个非常有趣的科学问题.在ftsh4-4中, 由于ARF2突变能够降低ftsh4-4的H2O2含量, 因此生长素很有可能是通过诸如ARF2等生长素响应因子来调控植物体内的ROS含量. ...

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2013

... 植物通过各种机制调控体内IAA的平衡, 如生长素的生物合成、降解和转运以及IAA的氧化(Meudt and Gaines, 1967; Woodward and Bartel, 2005).许多研究认为, ROS是植物以及其它生物不同代谢过程中的重要信号分子, 可与植物激素及其它信号分子相互作用, 参与病原体防御、非生物胁迫耐受、气孔调节、发育、生长以及细胞增殖等代谢过程(Blomster et al., 2011; Suzuki et al., 2011; Sierla et al., 2013).生物/非生物胁迫能诱导植物体ROS的产生, 增加的ROS能改变体内生长素平衡, 进而导致植株株型发生变化(Potters et al., 2007).ROS不仅可通过调节参与生长素合成的相关酶活性来影响生长素的体内平衡, 同时也可以通过依赖H2O2产生的过氧化物酶氧化降解生长素(Ljung et al., 2002).植物过氧化物酶具有生长素氧化酶活性, 能够催化IAA与氧分子发生氧化反应, 从而氧化IAA (Savitsky et al., 1999).另外, H2O2也能够氧化植物体内的IAA, 催化其降解, 进而扰乱植物体内生长素的稳态平衡(Gazarian et al., 1998); 同时, H2O2能通过激活拟南芥中特殊的促分裂原活化蛋白激酶ANP1来抑制生长素活性(Ko- vtun et al., 2000); 而且H2O2能够以依赖蛋白酶体的方式调节MAPK级联信号, 降低生长素信号途径相关基因的表达, 从而负调控植物生长素信号途径(Naka- gami et al., 2006).拟南芥ntra/ntrb/cad2三突变体中ROS清除剂硫氧还蛋白和谷胱甘肽的含量降低, ROS含量升高, 内源生长素含量减少且表现出生长素缺陷相关表型(Bashandy et al., 2010).外源ROS处理能短暂地抑制拟南芥中的生长素信号, 且引发胁迫诱导的表型响应(Blomster et al., 2011).拟南芥线粒体产生的ROS能介导ABA和生长素相互作用, 调控主根生长和种子萌发(He et al., 2012).ftsh4-4突变体中有大量的H2O2积累, 过氧化物酶相关基因PRX33及PRX37的表达明显上调且过氧化物酶活性明显增强, 外施抗氧化剂能够抑制ftsh4-4突变体中的早衰表型.结合外源或者内源生长素均能恢复ftsh4-4的衰老表型, 暗示外源抗氧化剂可能是通过降低突变体内的ROS含量及过氧化物酶的活性, 进而恢复ftsh4-4体内的生长素水平并抑制ftsh4-4叶片的衰老.也有研究显示, 植物氧化胁迫相关基因的表达受到生长素的调控(Huang et al., 2008), 生长素能够调节植物体内抗氧化酶的含量(Joo et al., 2001).本研究还表明, 外源生长素处理或者提高内源生长素后不仅恢复了ftsh4-4突变体的表型, 而且降低了ftsh4-4突变体植株中H2O2含量以及过氧化物酶活性, 暗示着生长素在维持植物体内氧化还原平衡中可能也起重要作用.生长素如何调控植物体内ROS的含量是一个非常有趣的科学问题.在ftsh4-4中, 由于ARF2突变能够降低ftsh4-4的H2O2含量, 因此生长素很有可能是通过诸如ARF2等生长素响应因子来调控植物体内的ROS含量. ...

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2011

... 植物通过各种机制调控体内IAA的平衡, 如生长素的生物合成、降解和转运以及IAA的氧化(Meudt and Gaines, 1967; Woodward and Bartel, 2005).许多研究认为, ROS是植物以及其它生物不同代谢过程中的重要信号分子, 可与植物激素及其它信号分子相互作用, 参与病原体防御、非生物胁迫耐受、气孔调节、发育、生长以及细胞增殖等代谢过程(Blomster et al., 2011; Suzuki et al., 2011; Sierla et al., 2013).生物/非生物胁迫能诱导植物体ROS的产生, 增加的ROS能改变体内生长素平衡, 进而导致植株株型发生变化(Potters et al., 2007).ROS不仅可通过调节参与生长素合成的相关酶活性来影响生长素的体内平衡, 同时也可以通过依赖H2O2产生的过氧化物酶氧化降解生长素(Ljung et al., 2002).植物过氧化物酶具有生长素氧化酶活性, 能够催化IAA与氧分子发生氧化反应, 从而氧化IAA (Savitsky et al., 1999).另外, H2O2也能够氧化植物体内的IAA, 催化其降解, 进而扰乱植物体内生长素的稳态平衡(Gazarian et al., 1998); 同时, H2O2能通过激活拟南芥中特殊的促分裂原活化蛋白激酶ANP1来抑制生长素活性(Ko- vtun et al., 2000); 而且H2O2能够以依赖蛋白酶体的方式调节MAPK级联信号, 降低生长素信号途径相关基因的表达, 从而负调控植物生长素信号途径(Naka- gami et al., 2006).拟南芥ntra/ntrb/cad2三突变体中ROS清除剂硫氧还蛋白和谷胱甘肽的含量降低, ROS含量升高, 内源生长素含量减少且表现出生长素缺陷相关表型(Bashandy et al., 2010).外源ROS处理能短暂地抑制拟南芥中的生长素信号, 且引发胁迫诱导的表型响应(Blomster et al., 2011).拟南芥线粒体产生的ROS能介导ABA和生长素相互作用, 调控主根生长和种子萌发(He et al., 2012).ftsh4-4突变体中有大量的H2O2积累, 过氧化物酶相关基因PRX33及PRX37的表达明显上调且过氧化物酶活性明显增强, 外施抗氧化剂能够抑制ftsh4-4突变体中的早衰表型.结合外源或者内源生长素均能恢复ftsh4-4的衰老表型, 暗示外源抗氧化剂可能是通过降低突变体内的ROS含量及过氧化物酶的活性, 进而恢复ftsh4-4体内的生长素水平并抑制ftsh4-4叶片的衰老.也有研究显示, 植物氧化胁迫相关基因的表达受到生长素的调控(Huang et al., 2008), 生长素能够调节植物体内抗氧化酶的含量(Joo et al., 2001).本研究还表明, 外源生长素处理或者提高内源生长素后不仅恢复了ftsh4-4突变体的表型, 而且降低了ftsh4-4突变体植株中H2O2含量以及过氧化物酶活性, 暗示着生长素在维持植物体内氧化还原平衡中可能也起重要作用.生长素如何调控植物体内ROS的含量是一个非常有趣的科学问题.在ftsh4-4中, 由于ARF2突变能够降低ftsh4-4的H2O2含量, 因此生长素很有可能是通过诸如ARF2等生长素响应因子来调控植物体内的ROS含量. ...

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2011

... 目前, 关于拟南芥FtSH蛋白酶功能的研究主要集中在定位于叶绿体的FtSH蛋白, 而线粒体定位的FtSH蛋白酶的具体功能及其分子机制还不清楚.FtSH1通过清除D1片段调节光系统II的降解(Malnoe et al., 2014).FtSH2和FtSH5参与类囊体蛋白质的降解及质体发育过程, 2个基因的功能缺失会引起光保护机制的破坏和内囊体的发育异常, 并导致叶斑表型(Saka- moto et al., 2002).FtSH8和FtSH1分别与FtSH2和FtSH5存在功能冗余, 且FtSH2/FtSH8以及FtSH5/ FtSH1形成的复合体参与了光系统II反应中心蛋白D1的降解(Kato et al., 2009).2个不同的ftsh11突变体均表现出热敏感, 表明FtSH11可能在应对高温胁迫中发挥重要作用(Chen et al., 2006).相比其它类型的FtSH蛋白, FtSH2、3、5、10、11在植物生长发育及对环境的适应性中表现出更为重要的作用(Wagner et al., 2011).线粒体定位的FtSH3和FtSH10通过影响氧化磷酸化途径中相关复合体的活性来调控植物的正常发育(Piechota et al., 2010).在短日照条件下, 线粒体定位的FtSH4蛋白酶缺失突变体ftsh4-1中ROS (H2O2)含量增加, 造成拟南芥莲座叶形态发生改变(Gibala et al., 2009), 并且FtSH4能够通过影响过氧化物酶的积累来调控生长素的体内平衡, 进而调控拟南芥的株型(Zhang et al., 2014). ...

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2008

... 植物激素是叶片衰老的重要调节者, 改变植物体内的激素信号会导致叶片衰老表型发生变化(Li et al., 2012).植物激素可诱导或抑制叶片衰老, 乙烯(ethy- lene)、茉莉酸(JA)、脱落酸(ABA)和水杨酸(SA)可促进叶片衰老; 而生长素(auxin)、赤霉素(GA)和细胞分裂素(CKs)则延缓叶片衰老(Jibran et al., 2013).虽然已知生长素作为调控植物生长发育的重要激素参与叶片衰老调控, 但是相关的分子机制仍不清楚.有限的研究表明, 模式植物拟南芥(Arabidopsis thaliana)中, 生长素响应因子ARF2和ARF7参与植物衰老调控(Ellis et al., 2005; Okushima et al., 2007).活性氧(reactive oxygen species, ROS)的积累是植物细胞应对各种生物和非生物胁迫以及自然衰老过程做出的响应, 自然状态下的衰老及环境胁迫诱导的衰老过程均会产生大量的ROS (Apel and Hirt, 2004).其中, H2O2 (hydrogen peroxide)被认为是调控细胞程序性死亡的信号中介, 衰老叶片中H2O2含量明显增加(Zimmermann et al., 2006; Queval et al., 2007), 许多叶片衰老调控基因(如WRKY53和SAG21)的表达均受H2O2的诱导(Zentgraf et al., 2010; Salleh et al., 2012).ROS信号能够与植物激素信号形成复杂的调控网络, 在调控植物生长发育、衰老以及环境应答等过程中起重要作用(Mittler et al., 2011).如ROS信号与ABA和乙烯等激素相互作用调控正常及逆境胁迫条件下的植物叶片衰老过程(Wang and Song, 2008; Chen et al., 2012); 与生长素相互作用调控植物主根和侧根生长、种子萌发以及金属胁迫响应等过程(He et al., 2012; Yuan et al., 2013).但是ROS如何与生长素相互作用调控植物叶片衰老的分子机制尚不清楚. ...

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2013

... 植物叶片衰老是一种依赖年龄的细胞程序性退化和降解过程, 能够引起植物体内的代谢紊乱并最终导致植物器官或整株死亡(Lim et al., 2007).植物叶片在衰老过程中, 由于细胞质膜和液泡膜以及叶绿体等细胞器发生瓦解, 破坏了细胞的内稳态, 最终导致衰老叶片细胞死亡.叶片衰老相关代谢变化包括叶绿素降解、叶片黄化, 还有蛋白质、脂质、核酸以及其它生物大分子的水解(Ren et al., 2010; Watanabe et al., 2013).叶片衰老以依赖年龄的方式进行, 属于程序性细胞死亡的一种, 受到各种外部环境因素和内部因素的诱导(Guo and Gan, 2012).影响植物叶片衰老的内部因素包括各种植物激素、植物体内的氧化还原状态以及依赖年龄的内源发育信号(Lim et al., 2007). ...

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2005

... 植物通过各种机制调控体内IAA的平衡, 如生长素的生物合成、降解和转运以及IAA的氧化(Meudt and Gaines, 1967; Woodward and Bartel, 2005).许多研究认为, ROS是植物以及其它生物不同代谢过程中的重要信号分子, 可与植物激素及其它信号分子相互作用, 参与病原体防御、非生物胁迫耐受、气孔调节、发育、生长以及细胞增殖等代谢过程(Blomster et al., 2011; Suzuki et al., 2011; Sierla et al., 2013).生物/非生物胁迫能诱导植物体ROS的产生, 增加的ROS能改变体内生长素平衡, 进而导致植株株型发生变化(Potters et al., 2007).ROS不仅可通过调节参与生长素合成的相关酶活性来影响生长素的体内平衡, 同时也可以通过依赖H2O2产生的过氧化物酶氧化降解生长素(Ljung et al., 2002).植物过氧化物酶具有生长素氧化酶活性, 能够催化IAA与氧分子发生氧化反应, 从而氧化IAA (Savitsky et al., 1999).另外, H2O2也能够氧化植物体内的IAA, 催化其降解, 进而扰乱植物体内生长素的稳态平衡(Gazarian et al., 1998); 同时, H2O2能通过激活拟南芥中特殊的促分裂原活化蛋白激酶ANP1来抑制生长素活性(Ko- vtun et al., 2000); 而且H2O2能够以依赖蛋白酶体的方式调节MAPK级联信号, 降低生长素信号途径相关基因的表达, 从而负调控植物生长素信号途径(Naka- gami et al., 2006).拟南芥ntra/ntrb/cad2三突变体中ROS清除剂硫氧还蛋白和谷胱甘肽的含量降低, ROS含量升高, 内源生长素含量减少且表现出生长素缺陷相关表型(Bashandy et al., 2010).外源ROS处理能短暂地抑制拟南芥中的生长素信号, 且引发胁迫诱导的表型响应(Blomster et al., 2011).拟南芥线粒体产生的ROS能介导ABA和生长素相互作用, 调控主根生长和种子萌发(He et al., 2012).ftsh4-4突变体中有大量的H2O2积累, 过氧化物酶相关基因PRX33及PRX37的表达明显上调且过氧化物酶活性明显增强, 外施抗氧化剂能够抑制ftsh4-4突变体中的早衰表型.结合外源或者内源生长素均能恢复ftsh4-4的衰老表型, 暗示外源抗氧化剂可能是通过降低突变体内的ROS含量及过氧化物酶的活性, 进而恢复ftsh4-4体内的生长素水平并抑制ftsh4-4叶片的衰老.也有研究显示, 植物氧化胁迫相关基因的表达受到生长素的调控(Huang et al., 2008), 生长素能够调节植物体内抗氧化酶的含量(Joo et al., 2001).本研究还表明, 外源生长素处理或者提高内源生长素后不仅恢复了ftsh4-4突变体的表型, 而且降低了ftsh4-4突变体植株中H2O2含量以及过氧化物酶活性, 暗示着生长素在维持植物体内氧化还原平衡中可能也起重要作用.生长素如何调控植物体内ROS的含量是一个非常有趣的科学问题.在ftsh4-4中, 由于ARF2突变能够降低ftsh4-4的H2O2含量, 因此生长素很有可能是通过诸如ARF2等生长素响应因子来调控植物体内的ROS含量. ...

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2011

... 本研究表明, FtSH4基因插入突变体ftsh4-4在长日照条件下具有早衰表型, 且其叶片早衰表型能够被外源生长素所抑制, 提示FtSH4可能通过生长素正调控植物叶片衰老过程.生长素在调控植物叶片衰老中的功能一直存在争议.有研究认为, 生长素能促进植物叶片衰老.例如, 大豆(Glycine max)中衰老相关受体类激酶(GmSARK)的表达受到生长素的诱导, Gm- SARK在拟南芥中过量表达能够诱导植物叶片早衰, 生长素缺失突变体能延缓GmSARK过量表达植株的早衰表型(Xu et al., 2011); 拟南芥中受生长素诱导表达的基因SAUR36能够促进植物叶片衰老, SAUR- 36在衰老叶片中表达明显升高, 其功能缺失突变体表现出衰老延缓表型, 而过量表达植株则表现出早衰表型(Hou et al., 2013).另有研究则认为, 生长素能够抑制植物叶片衰老.例如, 拟南芥黄素单氧合酶基因YUCCA6过量表达植株35S:YUC6和激活突变体yuc6-1D植株中自由生长素含量增加, 能够延缓黑暗诱导的叶片衰老, 降低衰老相关标记基因SAG12的表达(Kim et al., 2011); SAUR39过量表达能导致植物体内生长素含量减少并且表现出早衰表型(Kant et al., 2009); 拟南芥生长素响应因子ARF2缺失突变体的莲座叶表现出衰老延缓表型(Ellis et al., 2005; Lim et al., 2010).此外, 生长素响应因子基因ARF1、ARF7以及ARF19也可促进叶片衰老(Li et al., 2012).本研究表明, 在ftsh4-4突变体中突变ARF2后能够恢复ftsh4-4的早衰表型, 表明ftsh4-4的叶片早衰表型也是由于高水平表达ARF2造成的. ...

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2013

... 植物激素是叶片衰老的重要调节者, 改变植物体内的激素信号会导致叶片衰老表型发生变化(Li et al., 2012).植物激素可诱导或抑制叶片衰老, 乙烯(ethy- lene)、茉莉酸(JA)、脱落酸(ABA)和水杨酸(SA)可促进叶片衰老; 而生长素(auxin)、赤霉素(GA)和细胞分裂素(CKs)则延缓叶片衰老(Jibran et al., 2013).虽然已知生长素作为调控植物生长发育的重要激素参与叶片衰老调控, 但是相关的分子机制仍不清楚.有限的研究表明, 模式植物拟南芥(Arabidopsis thaliana)中, 生长素响应因子ARF2和ARF7参与植物衰老调控(Ellis et al., 2005; Okushima et al., 2007).活性氧(reactive oxygen species, ROS)的积累是植物细胞应对各种生物和非生物胁迫以及自然衰老过程做出的响应, 自然状态下的衰老及环境胁迫诱导的衰老过程均会产生大量的ROS (Apel and Hirt, 2004).其中, H2O2 (hydrogen peroxide)被认为是调控细胞程序性死亡的信号中介, 衰老叶片中H2O2含量明显增加(Zimmermann et al., 2006; Queval et al., 2007), 许多叶片衰老调控基因(如WRKY53和SAG21)的表达均受H2O2的诱导(Zentgraf et al., 2010; Salleh et al., 2012).ROS信号能够与植物激素信号形成复杂的调控网络, 在调控植物生长发育、衰老以及环境应答等过程中起重要作用(Mittler et al., 2011).如ROS信号与ABA和乙烯等激素相互作用调控正常及逆境胁迫条件下的植物叶片衰老过程(Wang and Song, 2008; Chen et al., 2012); 与生长素相互作用调控植物主根和侧根生长、种子萌发以及金属胁迫响应等过程(He et al., 2012; Yuan et al., 2013).但是ROS如何与生长素相互作用调控植物叶片衰老的分子机制尚不清楚. ...

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2010

... 植物激素是叶片衰老的重要调节者, 改变植物体内的激素信号会导致叶片衰老表型发生变化(Li et al., 2012).植物激素可诱导或抑制叶片衰老, 乙烯(ethy- lene)、茉莉酸(JA)、脱落酸(ABA)和水杨酸(SA)可促进叶片衰老; 而生长素(auxin)、赤霉素(GA)和细胞分裂素(CKs)则延缓叶片衰老(Jibran et al., 2013).虽然已知生长素作为调控植物生长发育的重要激素参与叶片衰老调控, 但是相关的分子机制仍不清楚.有限的研究表明, 模式植物拟南芥(Arabidopsis thaliana)中, 生长素响应因子ARF2和ARF7参与植物衰老调控(Ellis et al., 2005; Okushima et al., 2007).活性氧(reactive oxygen species, ROS)的积累是植物细胞应对各种生物和非生物胁迫以及自然衰老过程做出的响应, 自然状态下的衰老及环境胁迫诱导的衰老过程均会产生大量的ROS (Apel and Hirt, 2004).其中, H2O2 (hydrogen peroxide)被认为是调控细胞程序性死亡的信号中介, 衰老叶片中H2O2含量明显增加(Zimmermann et al., 2006; Queval et al., 2007), 许多叶片衰老调控基因(如WRKY53和SAG21)的表达均受H2O2的诱导(Zentgraf et al., 2010; Salleh et al., 2012).ROS信号能够与植物激素信号形成复杂的调控网络, 在调控植物生长发育、衰老以及环境应答等过程中起重要作用(Mittler et al., 2011).如ROS信号与ABA和乙烯等激素相互作用调控正常及逆境胁迫条件下的植物叶片衰老过程(Wang and Song, 2008; Chen et al., 2012); 与生长素相互作用调控植物主根和侧根生长、种子萌发以及金属胁迫响应等过程(He et al., 2012; Yuan et al., 2013).但是ROS如何与生长素相互作用调控植物叶片衰老的分子机制尚不清楚. ...

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2014

... 植物中FtSH (filamentation temperature sensitive H)等ATP依赖的金属蛋白酶在植物生长发育过程中, 尤其是维持叶绿体和线粒体膜蛋白的完整性方面起重要作用(Nolden et al., 2005).拟南芥基因组共编码12个FtSH蛋白(Garcia-Lorenzo et al., 2006), 其中有8个定位在叶绿体(FtSH1、2、5-9和12), 3个定位在线粒体中(FtSH3、4和10), FtSH11同时存在于叶绿体和线粒体中(Kolodziejczak et al., 2002).我们前期的研究表明, 线粒体FtSH4基因突变会导致H2O2大量积累(Zhang et al., 2014), 叶片出现早衰表型(Zhang et al., 2017).本研究表明, H2O2清除剂和生长素能延缓ftsh4突变体的早衰表型, 提示该基因可能在H2O2与生长素调控叶片衰老过程中发挥重要作用.本研究通过细胞生物学和遗传学等方法, 在前期研究的基础上, 进一步对线粒体FtSH4通过生长素与H2O2调控叶片衰老的分子机制进行了深入研究. ...
... 长日照条件下, 生长4周的FtSH4基因T-DNA插入突变体ftsh4-4植株与野生型(WT)相比, 莲座叶表现出明显的早衰表型, 而ftsh4-4突变体互补植株(FtSH4-ftsh4- 4, HB)能够完全恢复其早衰表型, FtSH4过表达植株(OV#9)生长情况与WT基本一致(图1A).长日照条件下不同生长时期(3、4和5周)不同FtSH4基因型植株莲座叶中叶绿素含量以及相对电导率的测定结果显示, 长日照条件下生长4周时, ftsh4-4突变体中叶绿素含量开始明显下降(图1B), 相对电导率明显上升(图1C).前期研究表明, ftsh4-4突变体中H2O2积累明显升高, 外源FtSH4基因能够降低ftsh4-4突变体高含量H2O2的积累, 并且ftsh4-4突变体中过氧化物酶基因PRX33、PRX34和PRX37的表达均明显高于WT (Zhang et al., 2014).为了进一步确定FtSH4与H2O2的关系, 我们检测了长日照条件下不同生长时期(3、4和5周)不同FtSH4基因型植株莲座叶中过氧化物酶的活性.结果显示, ftsh4-4突变体中过氧化物酶活性明显高于WT、OV#9和HB植株; 相比同期WT植株, 3、4和5周龄ftsh4-4突变体中过氧化物酶活性分别增加了约10倍、36倍和62倍(图1D).以上结果表明, FtSH4突变能够诱导H2O2大量积累, 并且可能通过上调过 氧化物酶的活性参与对H2O2的调控, 进而影响叶片衰老. ...
... 前期研究表明, 与野生型相比, ftsh4-4突变体中IAA含量减少(Zhang et al., 2014).为了验证ftsh4-4突变体的早衰表型是否是由植物体内IAA含量减少所引起的, 我们利用外源生长素处理ftsh4-4突变体.结果发现, 外源生长素能明显延缓ftsh4-4突变体的早衰表型(图3A).对IAA处理2周后的莲座叶进行乳酚-台盼蓝染色, 结果显示, 10 µmol∙L-1 IAA处理后ftsh4-4突变体中细胞死亡数目明显比未处理植株少, 而WT、OV#9和HB植株处理前后没有明显差异(图3B).结果表明生长素在FtSH4介导的植物叶片衰老调控中发挥重要作用. ...
... 为了进一步确定ftsh4-4突变体表现出的早衰表型是由IAA含量减少引起的, 我们构建了iaaM-ftsh4-4转基因植株(Zhang et al., 2014).iaaM编码色氨酸单加氧酶(IAAM), IAAM是生长素合成途径吲哚乙酰胺途径中的关键酶, 能催化色氨酸转化为吲哚乙酰胺(IAM), 随后IAM再通过吲哚乙酰胺水解酶(IAAH)水解成IAA (Camilleri and Jouanin, 1991; Romano et al., 1995).与ftsh4-4突变体相比, iaaM-ftsh4-4转基因植株中内源IAA含量增加(Zhang et al., 2014).iaaM-ftsh4-4能恢复ftsh4-4突变体的叶片早衰表型, 表现出与WT一致的表型(图4A).对4周龄拟南芥植株莲座叶进行乳酚-台盼蓝染色, 结果显示, 与ftsh4-4突变体相比, iaaM-ftsh4-4转基因植物细胞死亡数目明显减少(图4B), 并且iaaM-ftsh4-4植株的叶绿素 含量(图4C)及相对电导率(图4D)等衰老生理指标均 恢复到与野生型相同的正常水平.我们还利用qRT- PCR检测了生长4周的WT、ftsh4-4和iaaM-ftsh4-4植株莲座叶中衰老相关标记基因SAG12、SAG13、SAG101、SEN1及SEN4的表达水平, 发现与WT相比, ftsh4-4突变体植株莲座叶中SAG12、SAG13、SEN1及SEN4表达量分别增加了440倍、4.2倍、3.7倍和1.3倍, 而iaaM-ftsh4-4能明显将ftsh4-4突变体中SAG12、SAG13、SEN1及SEN4的表达水平降低到WT水平(图4E).以上结果表明, 增加内源生长素含量能恢复ftsh4-4突变体的早衰表型, 即ftsh4-4突变体表现出的早衰表型确实是由于IAA含量减少引起的. ...
... 转基因植株中内源IAA含量增加(Zhang et al., 2014).iaaM-ftsh4-4能恢复ftsh4-4突变体的叶片早衰表型, 表现出与WT一致的表型(图4A).对4周龄拟南芥植株莲座叶进行乳酚-台盼蓝染色, 结果显示, 与ftsh4-4突变体相比, iaaM-ftsh4-4转基因植物细胞死亡数目明显减少(图4B), 并且iaaM-ftsh4-4植株的叶绿素 含量(图4C)及相对电导率(图4D)等衰老生理指标均 恢复到与野生型相同的正常水平.我们还利用qRT- PCR检测了生长4周的WT、ftsh4-4和iaaM-ftsh4-4植株莲座叶中衰老相关标记基因SAG12、SAG13、SAG101、SEN1及SEN4的表达水平, 发现与WT相比, ftsh4-4突变体植株莲座叶中SAG12、SAG13、SEN1及SEN4表达量分别增加了440倍、4.2倍、3.7倍和1.3倍, 而iaaM-ftsh4-4能明显将ftsh4-4突变体中SAG12、SAG13、SEN1及SEN4的表达水平降低到WT水平(图4E).以上结果表明, 增加内源生长素含量能恢复ftsh4-4突变体的早衰表型, 即ftsh4-4突变体表现出的早衰表型确实是由于IAA含量减少引起的. ...
... 目前, 关于拟南芥FtSH蛋白酶功能的研究主要集中在定位于叶绿体的FtSH蛋白, 而线粒体定位的FtSH蛋白酶的具体功能及其分子机制还不清楚.FtSH1通过清除D1片段调节光系统II的降解(Malnoe et al., 2014).FtSH2和FtSH5参与类囊体蛋白质的降解及质体发育过程, 2个基因的功能缺失会引起光保护机制的破坏和内囊体的发育异常, 并导致叶斑表型(Saka- moto et al., 2002).FtSH8和FtSH1分别与FtSH2和FtSH5存在功能冗余, 且FtSH2/FtSH8以及FtSH5/ FtSH1形成的复合体参与了光系统II反应中心蛋白D1的降解(Kato et al., 2009).2个不同的ftsh11突变体均表现出热敏感, 表明FtSH11可能在应对高温胁迫中发挥重要作用(Chen et al., 2006).相比其它类型的FtSH蛋白, FtSH2、3、5、10、11在植物生长发育及对环境的适应性中表现出更为重要的作用(Wagner et al., 2011).线粒体定位的FtSH3和FtSH10通过影响氧化磷酸化途径中相关复合体的活性来调控植物的正常发育(Piechota et al., 2010).在短日照条件下, 线粒体定位的FtSH4蛋白酶缺失突变体ftsh4-1中ROS (H2O2)含量增加, 造成拟南芥莲座叶形态发生改变(Gibala et al., 2009), 并且FtSH4能够通过影响过氧化物酶的积累来调控生长素的体内平衡, 进而调控拟南芥的株型(Zhang et al., 2014). ...

1
2017

... 植物中FtSH (filamentation temperature sensitive H)等ATP依赖的金属蛋白酶在植物生长发育过程中, 尤其是维持叶绿体和线粒体膜蛋白的完整性方面起重要作用(Nolden et al., 2005).拟南芥基因组共编码12个FtSH蛋白(Garcia-Lorenzo et al., 2006), 其中有8个定位在叶绿体(FtSH1、2、5-9和12), 3个定位在线粒体中(FtSH3、4和10), FtSH11同时存在于叶绿体和线粒体中(Kolodziejczak et al., 2002).我们前期的研究表明, 线粒体FtSH4基因突变会导致H2O2大量积累(Zhang et al., 2014), 叶片出现早衰表型(Zhang et al., 2017).本研究表明, H2O2清除剂和生长素能延缓ftsh4突变体的早衰表型, 提示该基因可能在H2O2与生长素调控叶片衰老过程中发挥重要作用.本研究通过细胞生物学和遗传学等方法, 在前期研究的基础上, 进一步对线粒体FtSH4通过生长素与H2O2调控叶片衰老的分子机制进行了深入研究. ...

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2006

... 植物激素是叶片衰老的重要调节者, 改变植物体内的激素信号会导致叶片衰老表型发生变化(Li et al., 2012).植物激素可诱导或抑制叶片衰老, 乙烯(ethy- lene)、茉莉酸(JA)、脱落酸(ABA)和水杨酸(SA)可促进叶片衰老; 而生长素(auxin)、赤霉素(GA)和细胞分裂素(CKs)则延缓叶片衰老(Jibran et al., 2013).虽然已知生长素作为调控植物生长发育的重要激素参与叶片衰老调控, 但是相关的分子机制仍不清楚.有限的研究表明, 模式植物拟南芥(Arabidopsis thaliana)中, 生长素响应因子ARF2和ARF7参与植物衰老调控(Ellis et al., 2005; Okushima et al., 2007).活性氧(reactive oxygen species, ROS)的积累是植物细胞应对各种生物和非生物胁迫以及自然衰老过程做出的响应, 自然状态下的衰老及环境胁迫诱导的衰老过程均会产生大量的ROS (Apel and Hirt, 2004).其中, H2O2 (hydrogen peroxide)被认为是调控细胞程序性死亡的信号中介, 衰老叶片中H2O2含量明显增加(Zimmermann et al., 2006; Queval et al., 2007), 许多叶片衰老调控基因(如WRKY53和SAG21)的表达均受H2O2的诱导(Zentgraf et al., 2010; Salleh et al., 2012).ROS信号能够与植物激素信号形成复杂的调控网络, 在调控植物生长发育、衰老以及环境应答等过程中起重要作用(Mittler et al., 2011).如ROS信号与ABA和乙烯等激素相互作用调控正常及逆境胁迫条件下的植物叶片衰老过程(Wang and Song, 2008; Chen et al., 2012); 与生长素相互作用调控植物主根和侧根生长、种子萌发以及金属胁迫响应等过程(He et al., 2012; Yuan et al., 2013).但是ROS如何与生长素相互作用调控植物叶片衰老的分子机制尚不清楚. ...



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